1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Физиология растений
  4. T. 70, № 4, 2023

Физиология растений, 2023, T. 70, № 4, стр. 372-381

Са2+-зависимая регуляция протонной проницаемости внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина

А. Г. Шугаев a, *, П. А. Буцанец a, Н. А. Шугаева a

a Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук
Москва, Россия

* E-mail: ag-shugaev@ifr.moscow

Поступила в редакцию 27.12.2022
После доработки 12.01.2023
Принята к публикации 12.01.2023

Аннотация

Изучено влияние экзогенного Са2+ на дыхание, генерацию мембранного потенциала, изменение объема и проницаемость для протонов внутренней мембраны митохондрий, выделенных из семядолей этиолированных проростков люпина узколистного (Lupinus angustifolius L.). Используемые в работе митохондрии характеризовались прочным сопряжением процессов окисления и фосфорилирования. Высокая функциональная активность митохондрий подтверждалась их способностью генерировать при окислении сукцината трансмембранный градиент протонов на внутренней мембране (мембранный потенциал или ∆Ψ), а также устойчиво поддерживать его в течение длительного времени, как за счет работы электрон-транспортной цепи, так и за счет гидролиза АТФ в условиях анаэробиоза. Показано, что присутствие 60–120 мкМ СаСl2 в среде инкубации митохондрий не оказывало существенного влияния на скорость окисления сукцината и параметры окислительного фосфорилирования, однако индуцировало диссипацию ∆Ψ в условиях исчерпания кислорода в среде инкубации. Максимально полное удаление Са2+ из среды в присутствии хелаторов (ЭГТА, ЭДТА) предотвращало сброс мембранного потенциала. Са2+-зависимая деполяризация внутренней мембраны ингибировалась дитиотрейтолом, что предполагает участие в этом процессе активных форм кислорода. Сброс мембранного потенциала не сопровождался набуханием митохондрий и не был чувствителен к циклоспорину А. С использованием металлохромного Са2+-индикатора арсеназо III, было показано, что митохондрии семядолей люпина способны активно поглощать экзогенный Са2+ и накапливать его в матриксе. Са2+-индуцируемая диссипация ∆Ψ в условиях анаэробиоза сопровождалась выходом Са2+ из митохондрий, скорость которого резко возрастала в присутствии кальциевого ионофора А23 (А23187). Предполагается, что накопление Са2+ и повышение уровня активных форм кислорода в матриксе, индуцирует в условиях анаэробиоза обратимую пермеабилизацию внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина, которая обусловлена открытием поры неспецифической проницаемости в состоянии низкой проводимости, проницаемой для протонов и, возможно, для других небольших катионов (Na+, K+, Ca2+).

Ключевые слова: Lupinus angustifolius, митохондрии, мембранный потенциал, окисление сукцината, проницаемость внутренней мембраны, семядоли люпина, транспорт кальция

Список литературы

  1. Azzolin L., von Stockum S., Basso E., Petronilli V., Forte M.A., Bernardi P. The mitochondrial permeability transition from yeast to mammals // FEBS Lett. 2010. V. 584. P. 2504. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2010.04.023

  2. Bernardi P., Rasola A., Forte M., Lippe G. The mitochondrial permeability transition pore: channel formation by F-ATP synthase, integration in signal transduction, and role in pathophysiology // Physiol. Rev. 2015. V. 95. P. 111. https://doi.org/10.1152/physrev.00001.2015

  3. Vercesi A., Castilho R.F., Kowaltowski A., de Oliveira H.C.F., de Souza-Pinto N.C., Figuella T.R., Busanello E.N.B. Mitochondrial calcium transport and the redox nature of the calcium-induced membrane permeability transition // Free Radical Biol. Med. 2018. V. 129. P. 1. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiolmed.2018.08.034

  4. Ichas F., Mazat J.-P. From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore. Switching from low- to high-conductance state // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1366. P. 33.

  5. Sileikyte J., Forte M. The mitochondrial permeability transition in mitochondrial disorders // Oxidative medicine and cellular longevity. 2019. art. ID 3403075. https://doi.org/10.1155/2019/3403075

  6. Tajeddine N. How do reactive oxygen species and calcium trigger mitochondrial membrane permeabilisation? // Biochim. Biophys. Acta. 2016. V. 1860. P. 1079. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2016.02.013

  7. Zancani M., Casolo V., Petrussa E., Peresson C., Patui S., Bertolini A., De Col V., Braidot E., Boscuttiand F., Vianello A. The permeability transition in plant mitochondria: the missing link // Front.Plant Sci. 2015. V. 6. Art. 1120. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.01120

  8. Fortes F., Castilho R.F., Catisti R., Carnieri E., Vercesi A.E. Ca2+ induces a cyclosporin A-insensitive permeability transition pore in isolated potato tuber mitochondria mediated by reactive oxygen species // J. Bioenerg. Biomembr. 2001. V. 33. P. 43. https://doi.org/10.1023/A:1005672623709

  9. Arpagaus S., Rawyler A., Braendle R. Occurrence and characteristics of the mitochondrial permeability transition in plants // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 1780. https://doi.org/10.1074/jbc.M109416200

  10. Virolainen E., Blokhina О., Fagersted K. Ca2+-induced high amplitude swelling and cytochrome c release from wheat (Triticum aestivum L.) mitochondria under anoxic stress // Ann. Bot. 2002. V. 90. P. 509. https://doi:101093/aob/mcf221

  11. Martins I.S., Vercesi A.E. Some characteristics of Ca2+ transport in plant mitochondria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985. V. 129. P. 943. https://doi.org/10.1016/0006-291X(85)91982-5

  12. De Col V., Petrussa E., Casolo V., Braidot E., Lippe G., Filippo A., Peresson C., Bertolini A., Giorgio V., Checcgttto V., Vianello A., Bernardi P., Zancani M. Properties of the permeability transition of pea steam mitochondria // Front. Physiol. 2018. V. 9. P. 1626. https://doi.org/10.3389/fphys.2018.01626

  13. Petrussa E., Casolo V., Peresson C., Braidot E., Vianello A., Macri F. The K+ ATP channel is involved in a low-amplitude permeability transition in plant mitochondria // Mitochondrion. 2004. V. 3. P. 297. https://doi.org/10.1016/j.mito.2004.01.002

  14. Шугаев А.Г., Буцанец П.А., Шугаева Н.А. Салициловая кислота индуцирует протонную проницаемость внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина // Физиология растений. 2016. Т. 63. С. 765. https://doi.org/10.7868/S0015330316060099

  15. Буцанец П.А., Шугаева Н.А., Шугаев А.Г. Влияние мелатонина и салициловой кислоты на генерацию АФК митохондриями семядолей люпина // Физиология растений. 2021. Т. 68. С. 421. https://doi.org/10.31857/S0015330321040035

  16. Шугаев А.Г., Буцанец П.А., Андреев И.М., Шугаева Н.А. Влияние салициловой кислоты на метаболическую активность митохондрий растений // Физиология растений. 2014. Т. 61. С. 555. https://doi.org/10.7868/S0015330314040186

  17. Chance B., Williams G.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation // Adv. Enzymol. 1956. V. 17. P. 65.

  18. Bredford M.M. A rapid and sensitive method the quantitation of microgram quatities of protein utilizing the principle of protein-die binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3

  19. Moore A.L., Bonner W.D. Measurements of membrane potentials in plant mitochondria with the safranine method // Plant Physiol. 1982. V. 70. P. 415. https://doi.org/10.1104/pp.70.5.1271

  20. Scarpa A. Measurements of cation transport with metallochromic indicators // Met. Enzymol. 1979. V. 56. P. 301. https://doi.org/10.1016/0076-6879(79)56030-3

  21. Silva M.A.P., Carnieri E.G.S., Vercesi A. Calcium transport by corn mitochondria // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 452. https://doi.org/10.1104/pp.98.2.452

  22. Curtis M.J., Wolpert T.J. The oat mitochondrial permeability transition and its implication in victorin binding and induced cell death // Plant J. 2002. V. 23. P. 295. http://doi.org/101046/j.0960-7412.2001.01213.x

  23. Deryabina Y.I., Bazhenova E.N., Saris N.-E.L., Zvyagilskaya R.A. Ca2+ efflux in mitochondria from the yeast Endomyces magnusii // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 47801. https://doi.org/10.1074/jbc.M103685200

  24. Wagner S., De Bortoli S., Schwarzlander M., Szabo I. Regulation of mitochondrial calcium in plants versus animals // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 3809. https://doi.org/10.1093/jxb/erw100

  25. Akerman K.E.G., Moore A.L. Phosphate dependent, ruthenium red insensitive Ca2+ uptake in mung bean mitochondria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1983. V. 114. P. 1176. https://doi.org/10.1016/0006-291x(83)90686-1

  26. Blokhina O.B., Chirkova T.V., Fagerstedt K.V. Anoxic stress leads to hydrogen peroxide formation in plant cells // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 1179. https://doi.org/10.1093/jexbot/52.359.1179

  27. Chavez E., Melendes E., Zazueta C., Reyes-Vivas H., Perales S.G. Membrane permeability transition as induced by dysfunction of the electron transport chain // Biochem. Mol. Biol. Int. 1997. V. 41. P. 961. https://doi.org/10.1080/15216549700202021

  28. Bernardi P. The mitochondrial permeability transition pore: a mystery solved? // Front. Fhysiol. 2013. V. 4. Art. 95. https://doi.org/10.3389/fphys.2013.00095

  29. Bernardi P., Petronilli V. The permeability transition pore as a mitochondrial calcium release channel: a critical appraisal // J. Bioenerg. Biomembr. 1996. V. 28. P. 131. https://doi.org/10.1007/BF02110643

  30. Huser J., Blatter L. Fluctuation in mitochondrial membrane potential caused by repetitive gating of the permeability transition pore // Biochem J. 1999. V. 343. P. 311. https://doi.org/10.1042/bj3430311

  31. De Marchi E., Bonora M., Giorgi C., Pinton P. The mitochondrial permeability transition pore is a dispensable element for mitochondrial calcium efflux // Cell Calcium. 2014. V. 56. P. 1. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2014.03.004

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Физиология растений

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал