1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Генетика
  4. T. 59, № 11, 2023

Генетика, 2023, T. 59, № 11, стр. 1282-1289

Оценка ассоциации степени метилирования ДНК и частоты хромосомных аберраций лимфоцитов человека при однократном облучении крови in vitro

О. С. Цымбал 1, *, Д. С. Исубакова 1, Е. В. Брониковская 1, А. Ф. Николаева 2, В. О. Сигин 2, А. И. Калинкин 2, Ж. А. Старцева 3, Н. В. Литвяков 1, 3, И. В. Мильто 1, 4, Р. М. Тахауов 1, 4

1 Северский биофизический научный центр Федерального медико-биологического агентства
636013 Северск, Томская обл., Россия

2 Медико-генетический научный центр им. академика Н.П. Бочкова
115478 Москва, Россия

3 Томский национальный исследовательский медицинский центр Российской академии наук
634009 Томск, Россия

4 Сибирский государственный медицинский университет
634050 Томск, Россия

* E-mail: olga-tsymbal@mail.ru

Поступила в редакцию 21.04.2023
После доработки 30.05.2023
Принята к публикации 05.07.2023

Аннотация

Наиболее чувствительной к радиационному воздействию биомолекулой является ДНК, повреждения которой проявляются, в том числе, в виде хромосомных аберраций (ХА). Метилирование ДНК участвует в регуляции экспрессии генов, репликации, репарации ДНК и др. Изменение процессов метилирования ДНК подвержено воздействию γ-излучения. Цель исследования – оценить связь степени метилирования ДНК и частоты ХА после острого облучения in vitro лимфоцитов крови человека γ-излучением. В исследовании приняли участие десять условно здоровых работников Сибирского химического комбината, в лимфоцитах крови которых оценивали степень метилирования CpG-динуклеотидов (широкогеномное бисульфитное секвенирование, XmaI-Reduced representation bisulfite sequencing – XmaI-RRBS) и частоту ХА (цитогенетическое исследование) после острого облучения крови in vitro в дозе 1.5 Гр. Выявили, что острое облучение крови γ-излучением привело к увеличению в лимфоцитах частоты аберрантных клеток, дицентрических хромосом, хроматидных и хромосомных фрагментов. Корреляционный анализ статуса метилирования CpG-динуклеотидов и частоты ХА выявил изменения степени метилирования 97 генов, которые с высокой силой положительно (56 генов) или отрицательно (41 ген) связаны с повышенной частотой ХA. В ходе широкогеномного скрининга генов, метилирование которых коррелирует с повышенной частотой ХА, выявлены гены, перспективные в качестве потенциальных маркеров радиационного воздействия и изучения механизмов формирования радиочувствительности организма, а также радиорезистентности опухолей при лучевой терапии.

Ключевые слова: метилирование ДНК, хромосомные аберрации, острое облучение, γ-излучение, лимфоциты крови, широкогеномное бисульфитное секвенирование (XmaI-RRBS).

Список литературы

  1. Кужахметова Д.А. Механизмы образования радиационно-индуцированных повреждений хромосом // Вестник совета молодых ученых и специалистов Челябинской области. 2020. Т. 1. № 2(29). С. 18–24.

  2. Бочков Н.П. Хромосомы человека и облучение. М.: Атомиздат, 1971. 168 с.

  3. Пелевина И.И., Алещенко А.В., Антощина М.М. и др. Молекулярные и клеточные последствия аварии на ЧАЭС // Радиац. биология. Радиоэкология. 2011. Т. 51. № 1. С. 154–161.

  4. Пелевина И.И., Алещенко А.В., Антощина М.М. и др. Хромосомные аберрации как показатель реакции лимфоцитов периферической крови человека на облучение in vitro при наличии в организме злокачественной опухоли // Радиац. биология. Радиоэкология. 2016. Т. 56. № 6. С. 565–569.

  5. Pajic J., Rakic B., Rovcanin B. et al. Inter-individual variability in the response of human peripheral blood lymphocytes to ionizing radiation: Comparison of the dicentric and micronucleus assays // Radiation and Environmental Biophysics. 2015. V. 54. P. 317–325.

  6. Pajic J., Rovcanin B., Kekic D. et al. The influence of redox status on inter-individual variability in the response of human peripheral blood lymphocytes to ionizing radiation // Intern. J. Rad. Biology. 2018. V. 94. № 6. P. 569–575. https://doi.org/10.1007/s00411-015-0596-3

  7. Druzhinin V.G., Sinitsky M.Yu., Larionov A.V. et al. Assessing the level of chromsome aberrations in peripheral blood lymphocytes in long-term resident children under conditions of high exposure to radon and its decay products // Mutagenesis. 2015. V. 30. № 5. P. 677–683. https://doi.org/10.1093/mutage/gev029

  8. Qian Q.-Z., Cao X.-K., Shen F.-H., Wang Q. Effects of ionising radiation on micronucleus formation and chromosomal aberrations in Chinese radiation workers // Rad. Protection Dosimetry. 2016. V. 168. № 2. P. 197–203. https://doi.org/10.1093/rpd/ncv290

  9. Литвяков Н.В., Фрейдин М.Б., Халюзова М.В. и др. Частота и спектр цитогенетических нарушений у работников Сибирского химического комбината // Радиац. биология. Радиоэкология. 2014. Т. 54. № 3. С. 283–296.

  10. Shi L., Fujioka K., Sakurai-Ozato N. et al. Chromosomal abnormalities in human lymphocytes after computed tomography scan procedure // Radiat. Res. 2018. V. 190. № 4. P. 424–432. https://doi.org/10.1667/RR14976.1

  11. Franco R., Schoneveld O., Georgakilas A.G., Panayiotidis M.I. Oxidative stress, DNA methylation and carcinogenesis // Cancer Lett. 2008. V. 266. № 1. P. 6–11. https://doi.org/10.1016/j.canlet.2008.02.026

  12. Kuzmina N.S., Lapteva N.Sh., Rubanovich A.V. Hypermethylation of gene promoters in peripheral blood leukocytes in humans long term after radiation exposure // Environmental Res. 2016. V. 146. P. 10–17. https://doi.org/10.1016/j.envres.2015.12.008

  13. Кузьмина Н.С., Лаптева Н.Ш., Русинова Г.Г. и др. Дозовая зависимость гиперметилирования промоторов генов в лейкоцитах крови лиц, подвергшихся облучению в результате профессиональной деятельности // Соврем. проблемы радиац. генетики: Материалы Росс. конф. с международным участием, 27–28 июня. Дубна, 2019. C. 76–78.

  14. Kennedy E.M., Powell D.R., Li Z. et al. Galactic cosmic radiation induces persistent epigenome alterations relevant to human lung cancer // Sci. Rep. 2018. V. 8. № 1. P. 6709. https://doi.org/10.1038/s41598-018-24755-8

  15. Lee Y., Kim Y.J., Choi Y.J. et al. Radiation-induced changes in DNA methylation and their relationship to chromosome aberrations in nuclear power plant workers // Intern. J. Radiat. Biol. 2015. V. 91. № 2. P. 142–149. https://doi.org/10.3109/09553002.2015.969847

  16. Цымбал О.С., Исубакова Д.С., Брониковская Е.В. и др. Роль метилирования Bak1 в индукции хромосомных аберраций при хроническом низкоинтенсивном внешнем облучении // Мед. радиология и радиац. безопасность. 2020. Т. 65. № 5. С. 29–34.

  17. Исубакова Д.С., Цымбал О.С., Брониковская Е.В. и др. Метилирование промоторов генов апоптоза в лимфоцитах крови работников, подвергавшихся профессиональному внешнему облучению // Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 2021. Т. 171. № 3. С. 339–343.

  18. Танас А.С., Кузнецова Е.Б., Борисова М.Э. и др. Дизайн метода бисульфитного секвенирования ограниченных наборов геномных локусов (RRBS) для анализа метилирования CpG-островков человека в больших выборках // Мол. биология. 2015. Т. 49. № 4. С. 689–699.

  19. Tanas A.S., Borisova M.E., Kuznetsova E.B. et al. Rapid and affordable genome-wide bisulfite DNA sequencing by XmaI-reduced representation bisulfite sequencing // Epigenomics. 2017. V. 9. № 6. P. 833–847. https://doi.org/10.2217/epi-2017-0031

  20. Suomi T., Seyednasrollah F., Jaakkola M.K. et al. ROTS: An R package for reproducibility-optimized statistical testing // PLoS Comput. Biol. 2017. V. 13. № 5. P. e1005562. https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1005562

  21. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. 2020. URL: https://www.R-project.org/

  22. Аклеев А.В., Шведов В.Л., Костюченко В.А. Медико-биологические и экологические последствия радиоактивного загрязнения реки Теча. М.: Медбиоэкстрем. 2001. 530 с.

  23. Чередниченко О.Г., Губицкая Е.Г. Цитогенетический анализ медицинских работников контактирующих с источниками ионизирующей радиации // Научно-техн. журн. нац. ядерного центра Республики Казахстан. 2016. Т. 1. № 65. С. 112–117.

  24. Севанькаев А.В., Деденков А.Н. Актуальные проблемы современной радиобиологии в свете оценки и прогнозирования последствий аварии на Чернобыльской АЭС // Радиобиология. 1990. Т. 30. № 5. С. 579–582.

  25. Jin H., Cho Y. Structural and functional relationships of FAN1 // DNA Repair. 2017. V. 56. P. 135–143. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2017.06.016

  26. Norton C., Clarke D., Holmstrom J. et al. Altered epigenetic profiles in the placenta of preeclamptic and intrauterine growth restriction patients // Cells. 2023. V. 12. № 8. P. 1130. https://doi.org/10.3390/cells12081130

  27. Dubash A.D., Guilluy Ch., Srougi M.C. et al. The small GTPase RhoA localizes to the nucleus and is activated by Net1 and DNA damage signals // PLoS One. 2011. V. 6. № 2. P. e17380. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0017380

  28. Schaefer A., Der Ch.J. RHOA takes the RHOad less traveled to cancer // Trends in Cancer. 2022. V. 8. № 8. P. 655–669. https://doi.org/10.1016/j.trecan.2022.04.005

  29. Zou L.-H., Shang Z.-F., Tan W. et al. TNKS1BP1 functions in DNA double-strand break repair though facilitating DNA-PKcs autophosphorylation dependent on PARP-1 // Oncotarget. 2015. V. 6. № 9. P. 7011–7022. https://doi.org/10.18632/oncotarget.3137

  30. Katsuki Y., Jeggo P.A., Uchihara Y. et al. DNA double-strand break end resection: A critical relay point for determining the pathway of repair and signaling // Genome Instability & Disease. 2020. V. 1. P. 155–171. https://doi.org/10.1007/s42764-020-00017-8

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Генетика

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал