1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Известия РАН. Серия биологическая
  4. № 6, 2022

Известия РАН. Серия биологическая, 2022, № 6, стр. 563-574

Экспериментальная трансплантация мезенхимных стромальных клеток как подход к исследованию их дифференцировки in vivo (Обзор)

О. В. Паюшина 1, *, Д. А. Цомартова 1, Е. В. Черешнева 1, М. Ю. Иванова 1, Т. А. Ломановская 1, М. С. Павлова 1, С. Л. Кузнецов 1

1 Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России
119991 Москва, ул. Трубецкая, 8, Россия

* E-mail: payushina@mail.ru

Поступила в редакцию 02.11.2021
После доработки 09.12.2021
Принята к публикации 10.12.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Мезенхимные стромальные клетки (МСК) в настоящее время подвергаются активному исследованию. Знания о потенциях МСК к дифференцировке in vivo, получаемые в экспериментах по их трансплантации лабораторным животным, необходимы для лучшего понимания биологии этих клеток и их эффективного клинического применения. МСК могут быть трансплантированы в область тканевого дефекта или в системный кровоток, однако для многих исследовательских задач предпочтительна их эктопическая трансплантация под кожу, под капсулу почки или с использованием диффузионных камер. В обзоре рассмотрена область применения этих методов трансплантации МСК, проанализированы их преимущества и недостатки и систематизированы полученные с их помощью экспериментальные данные.

Ключевые слова: мезенхимные стромальные клетки, трансплантация, дифференцировка, экспериментальные модели, скаффолды, диффузионные камеры

Мезенхимные стромальные клетки (МСК) в настоящее время являются одним из наиболее активно исследуемых типов клеток. Интерес к ним обусловлен как ключевой ролью этих клеток в гистогенезе соединительных тканей, так и актуальностью их применения в регенеративной медицине. Согласно критериям, разработанным Международным обществом клеточной терапии (Dominici et al., 2006), одним из основных признаков принадлежности исследуемых клеток к МСК наряду с адгезивностью к культуральному пластику и определенным антигенным фенотипом (экспрессией CD105, CD73 и CD90 при отсутствии CD45, CD34, HLA-DR, CD14 или CD11b, CD79α или CD19) служит их способность дифференцироваться in vitro, по крайней мере, в трех направлениях – остеогенном, адипогенном и хондрогенном. Для оценки потенций МСК разработаны протоколы их культивирования в присутствии индукторов дифференцировки с последующим цитохимическим или иммуноцитохимическим анализом (Dominici et al., 2006; Nakamura et al., 2007; Wu et al., 2007; Juffroy et al., 2009; Kemp et al., 2011). Такой подход, позволяющий варьировать состав среды и прижизненно наблюдать за состоянием клеток, удобен для анализа молекулярных механизмов, контролирующих их дифференцировку. Однако в клеточной культуре невозможно воспроизвести все условия естественного микроокружения МСК, так что характер их дифференцировки может отличаться от такового in vivo. При этом сведения о том, как МСК проявляют свои потенции в естественных условиях организма, имеют не только научную, но и практическую значимость, так как необходимы для эффективного и безопасного клинического применения этих клеток. Этим обусловлены востребованность различных моделей трансплантации МСК экспериментальным животным и актуальность поиска оптимальных способов трансплантации.

Во многих работах МСК вводят в область искусственно созданного тканевого дефекта, прежде всего с целью изучения их роли в регенеративном процессе. Однако известно, что регенеративные эффекты МСК при повреждении различных тканей и органов обусловлены главным образом не дифференцировкой трансплантированных клеток, а паракринной секрецией ими биологически активных веществ (Gnecchi et al., 2016; Samsonraj et al., 2017). Эффективность приживления донорских МСК в организме реципиента часто бывает крайне низкой; под влиянием патологически измененного микроокружения они быстро гибнут и спустя длительный срок после трансплантации могут уже не обнаруживаться в тканях (Noiseux et al., 2006; Wu et al., 2007; Shou et al., 2018). Многие авторы сообщают, что улучшение состояния поврежденной ткани после трансплантации МСК в область дефекта сопровождается дифференцировкой лишь немногих донорских клеток (Nakamura et al., 2007; Noiseux et al., 2006; Wu et al., 2007) или не сопровождается ею вообще (Koponen et al., 2007). Необходимо также учитывать вклад в регенеративный процесс стволовых и родоначальных клеток реципиента, резидентных или приходящих с кровотоком из других тканей. Это обстоятельство затрудняет определение происхождения дифференцированных клеток в зоне дефекта. Проблему частично решает мечение вводимых МСК, но в некоторых случаях, в частности, при трансплантации в поврежденный миокард, отмечен феномен их слияния со зрелыми клетками реципиента (Noiseux et al., 2006, Freeman et al., 2015), так что наличие метки в дифференцированной клетке может быть следствием клеточного слияния, а не истинной дифференцировки.

Аналогичные проблемы возникают при внутривенной трансплантации МСК. При таком способе введения клетки заселяют многие ткани и органы, что позволяет комплексно оценить их дифференцировочный потенциал. Однако число клеток донорского происхождения в тканях реципиента оказывается низким (Li, Niyibizi, 2016), прежде всего из-за оседания значительной части введенных МСК в капиллярах легких (Masterson et al., 2021). В то же время известно, что ряд направлений дифференцировки МСК, в частности, хондрогенез, требуют непосредственных межклеточных взаимодействий (Wang et al., 2020), которые возможны только при высокой локальной концентрации клеток, недостижимой в случае их системного введения. Кроме того, при этом способе трансплантации, как и при введении непосредственно в регенерирующую ткань, не исключено слияние донорских МСК с клетками реципиента, затрудняющее интерпретацию результатов эксперимента (Kemp et al., 2011).

С учетом вышеизложенного предпочтительным для многих исследовательских задач методом анализа потенций МСК in vivo представляется их эктопическая трансплантация в участки организма, лишенные резидентных клеток-предшественников изучаемой дифференцировки. Такой подход позволяет сократить число экспериментальных переменных, в частности, минимизировать вклад клеток реципиента и влияние факторов микроокружения. В некоторых работах для анализа дифференцировки МСК их трансплантируют экспериментальным животным внутрибрюшинно (Kramann et al., 2013) или внутримышечно (Qu et al., 2011; Tuček et al., 2017), однако эти способы имеют недостатки, связанные соответственно с трудностью отслеживания судьбы клеток в брюшной полости и возможностью негативного влияния сокращений мышц на трансплантат (DeWard et al., 2014). При внутримышечной трансплантации необходимо также учитывать возможность дифференцировки миосателлитов реципиента в остеогенном направлении, способной исказить результаты эксперимента (Scott et al., 2012). Более перспективными представляются экспериментальные модели трансплантации МСК в подкожную соединительную ткань и под капсулу почки, а также использование закрытой системы, предполагающей помещение трансплантируемых клеток в диффузионную камеру. Эти модели будут рассмотрены в настоящем обзоре.

ПОДКОЖНАЯ ТРАНСПЛАНТАЦИЯ

Помещение исследуемых клеток под кожу является технически наиболее простым методом их трансплантации. У лабораторных грызунов, наиболее часто используемых в подобных экспериментах, кожа слабо прикреплена к подлежащим тканям, что позволяет сформировать под ней карман, вмещающий большое количество клеток (в том числе при их трансплантации на искусственном носителе), и обеспечить достаточное пространство для роста ткани. При необходимости возможно прижизненное исследование роста трансплантата путем пальпации его через кожу (Juffroy et al., 2009).

Инъецированные под кожу в виде суспензии, МСК образуют в месте введения многоклеточные агрегаты, в которые врастают кровеносные сосуды реципиента (Preda et al., 2020). В некоторых работах была показана возможность остеогенной дифференцировки МСК, пересаженных в виде суспензии (Juffroy et al., 2009) или скрученных в рулон клеточных пластов (Ma et al., 2010), однако в большинстве случаев трансплантируемые клетки заключают в скаффолды, позволяющие создать необходимое для дифференцировки микроокружение. Для анализа остеогенеза МСК трансплантируют на скаффолдах из материалов, сходных по составу с межклеточным веществом костной ткани, таких как коллаген, апатит, гидроксиапатит, трикальцийфосфат или различные их сочетания (Haynesworth et al., 1992; McCarty et al., 2009; Ye et al., 2012; Ueda et al., 2014; Qadir et al., 2015; Calabrese et al., 2017; Suzuki et al., 2017; Weigand et al., 2017; Duan et al., 2018; Wittig et al., 2018; Park et al., 2019; Zhang et al., 2020). Иногда в качестве носителя используют деминерализованный костный матрикс (Wang et al., 2017), другие натуральные материалы (Yang et al., 2018; Sathy et al., 2019) или синтетические полимеры (Sharma et al., 2018; Larson et al., 2019). Как правило, такие скаффолды имеют пористую или волокнистую структуру, которая создает благоприятные условия для прикрепления трансплантируемых клеток и врастания в формирующуюся костную ткань сосудов реципиента. По некоторым данным, культивирование МСК в остеогенной среде in vitro перед их нанесением на скаффолд способствует увеличению количества образуемой ими в организме реципиента костной ткани (Ye et al., 2012), однако другие авторы сообщают о неэффективности предварительной индукции остеогенеза (Weigand et al., 2017).

Хондрогенная дифференцировка МСК была показана при их подкожной трансплантации на полимерных скаффолдах, имеющих сетчатую структуру (Cui et al., 2006; McCarty et al., 2009; Larson et al., 2019) или представляющих собой микросферы (Kuznetsov et al., 2019). Клетки, как правило, предварительно инкубируют в индукционной среде (Cui et al., 2006) или включают индукторы хондрогенеза в состав скаффолда (McCarty et al., 2009), однако дифференцировка МСК в этом направлении может происходить и в отсутствие экзогенных индукторов (Kuznetsov et al., 2019). Иногда хондрогенез в трансплантатах наблюдается одновременно с остеогенезом (Ma et al., 2010; Larson et al., 2019; Sathy et al., 2019), при этом в случае использования пористых носителей может быть отмечено неодинаковое распределение костной и хрящевой тканей в трансплантате: остеогенез преобладает в сообщающихся порах, а хондрогенез – в порах с закрытыми концами, куда затруднено проникновение сосудов реципиента (Pittenger, Marshak, 2001). Очевидно, такая локализация хрящевой ткани отражает характерную для нее низкую потребность в кислороде.

Сообщения об адипогенной дифференцировке трансплантированных под кожу МСК немногочисленны. В частности, адипоциты, имеющие, вероятно, донорское происхождение, были обнаружены в связи с эктопической костью, развивающейся из МСК на скаффолдах из кальцийфосфатной керамики (McCarty et al., 2009; Ueda et al., 2014) или без скаффолда (Juffroy et al., 2009). Крупные скопления адипоцитов образовывались под кожей мышей, получивших стромальные клетки из подкожной жировой ткани на скаффолде из фиброина шелка (Frazier et al., 2016). Метод подкожной трансплантации позволяет также выявить потенции МСК к дифференцировке в эндотелий (Sharma et al., 2018; Ljung et al., 2019) и кроветворную строму, способную поддерживать дифференцировку кроветворных клеток реципиента (McCarty et al., 2009; Ueda et al., 2014).

В табл. 1 приведены основные материалы скаффолдов для трансплантации МСК под кожу экспериментальных животных и полученные с их использованием результаты. Многие из этих материалов перспективны для тканевой инженерии, и метод подкожной трансплантации позволяет тестировать их на совместимость с организмом реципиента. В числе других задач, которые могут быть решены с помощью данной экспериментальной модели, можно назвать оценку влияния условий культивирования МСК на их потенции (Wittig et al., 2018), изучение возможности стимуляции дифференцировки воздействием на организм реципиента тех или иных факторов – например, ультразвука низкой интенсивности (Cui et al., 2006), а также выяснение молекулярных механизмов регуляции дифференцировки МСК путем изменения экспрессии генов цитокинов (Yang et al., 2018) или микроРНК (Qadir et al., 2015; Zhang et al., 2020) во вводимых клетках.

Таблица 1.

Подкожная трансплантация МСК

Материал скаффолда Источник МСК Реципиент Наблюдаемая дифференцировка Ссылка
– Костный мозг мыши (постоянная линия) Мышь Oстеогенез,
адипогенез 		Juffroy et al., 2009
Костный мозг кролика Мышь Остеогенез, хондрогенез Ma et al., 2010
ТКФ Костный мозг человека Мышь Остеогенез Haynesworth et al., 1992; Ye et al., 2012
Пульпа зуба человека Мышь Остеогенез Zhang et al., 2020
ГА Костный мозг овцы Овца Остеогенез Weigand et al., 2017
Жировая ткань мыши Мышь Остеогенез,
кроветворная строма,
адипогенез 		Ueda et al., 2014
Апатитовое волокно Костный мозг крысы Крыса Остеогенез Suzuki et al., 2017
ГА/ТКФ Костный мозг человека Мышь Остеогенез,
адипогенез 		Qadir et al., 2015
Костный мозг и периферическая кровь мыши или кролика Мышь Остеогенез Park et al., 2019
Костный мозг и жировая ткань лошади   Остеогенез Duan et al., 2018
Костный мозг овцы Мышь Остеогенез,
кроветворная строма,
адипогенез 		McCarty et al., 2009
Коллаген Костный мозг человека Мышь Остеогенез Wittig et al., 2018
Деминерализованный костный матрикс Костный мозг крысы Мышь Остеогенез Wang et al., 2017
Коллаген/ГА Жировая ткань человека Мышь Остеогенез Calabrese et al., 2017
Альгинат Костный мозг свиньи Мышь Остеогенез,
хондрогенез 		Sathy et al., 2019
ПКЛ Костный мозг человека Мышь Остеогенез
хондрогенез 		Larson et al, 2019
ПЛ-ко-КЛ Костный мозг человека Мышь Остеогенез
эндотелий 		Sharma et al., 2018
ПГК Костный мозг кролика Мышь Хондрогенез Cui et al., 2006
Желатин Костный мозг овцы Мышь Хондрогенез McCarty et al., 2009
Фибрин/ГК Костный мозг человека Мышь Хондрогенез Kuznetsov et al., 2019
Фиброин шелка Жировая ткань мыши Мышь Адипогенез Frazier et al., 2016
Матригель Пуповина человека Мышь Остеогенез Yang et al., 2018
Сердце плода человека Мышь Эндотелий Ljung et al., 2019

Примечания. ГА – гидроксиапатит, ГК – гиалуроновая кислота, ПГК – полигликолевая кислота, ПКЛ – поли-ε-капролактон, ПЛ-ко-КЛ – поли-L-лактид-ко-ε-капролактон, ТКФ – трикальцийфосфат.

Однако из-за малого количества кровеносных сосудов в подкожной соединительной ткани и, как следствие, недостаточного кровоснабжения трансплантата его клетки могут не в полной мере проявлять свою способность к росту и дифференцировке. Известно, в частности, что костная ткань после имплантации остеоиндуктивных материалов под кожу образуется в меньшем количестве и позднее, чем в других экспериментальных моделях эктопического остеогенеза (Scott et al., 2012).

ТРАНСПЛАНТАЦИЯ ПОД КАПСУЛУ ПОЧКИ

Метод трансплантации МСК под капсулу почки технически сложнее подкожной трансплантации, но, в отличие от последней, обеспечивает значительно лучшие условия для приживления донорских клеток в связи с обильным кровоснабжением. Дополнительным преимуществом является легкость поиска и идентификации трансплантата, тогда как под кожей он может быть макроскопически трудноотличим от окружающих тканей и мигрировать на значительное расстояние от места операции (Scott et al., 2012). В качестве реципиента в данной экспериментальной модели используют, как правило, мышь, так как у этого вида животных капсула почки достаточно прочна и легко отделяется от паренхимы. Это позволяет вводить трансплантируемый материал в пространство между капсулой и тканью почки путем инъекции либо через небольшой разрез на капсуле. Анатомические особенности строения почки крысы затрудняют проведение трансплантации подобным образом, однако успешное приживление трансплантируемых клеток возможно при их помещении в поверхностный надрез почечной паренхимы (Паюшина и др., 2011, 2017).

Имеющиеся в литературе данные о различных вариантах применения описываемой экспериментальной модели приведены в табл. 2. МСК могут быть введены под капсулу почки в виде суспензии (Zhu et al., 2021), клеточного конгломерата, полученного центрифугированием (Yu et al., 2006) или соскребанием клеточного пласта (Сац и др., 2015), либо на носителях. В связи с риском повреждения капсулы жестким материалом, таким как кальцийфосфатная керамика, в качестве носителей в этой модели, как правило, используют микросферы (Gurevich et al., 2002; Trouche et al., 2010), гели (Li et al., 2014; Hashmi et al., 2017; Gurung et al., 2018) или мягкие губки (Prigozhina et al., 2008; Чайлахян и др., 2014; O’Neill et al., 2019). В этих условиях МСК костномозгового происхождения образуют под капсулой почки реципиента костную ткань и регенерируют строму костного мозга, способную поддерживать гемопоэз (Gurevich et al., 2002; Prigozhina et al., 2008; Чайлахян и др., 2014; Сац и др., 2015). Сходные результаты были получены и при трансплантации МСК из некоторых других источников, в частности, плаценты и пуповины (Prigozhina et al., 2008), тогда как мезенхимные клетки зубного сосочка воспроизводили морфогенез зуба с образованием одонтобластов, предентина и дентина (Yu et al., 2006). Впрочем, путем механического сжатия носителя удавалось также добиться однотогенной дифференцировки МСК костного мозга, трансплантированных в полимерном геле (Hashmi et al., 2017). Показана и возможность индукции дифференцировки МСК в нетипичном для них направлении – в эпителий простаты; для этого их трансплантировали совместно с клетками мочеполового синуса, а животным-реципиентам водили тестостерон (Li et al., 2014).

Таблица 2.

Трансплантация МСК под капсулу почки

Трансплантат Источник МСК Реципиент Наблюдаемая дифференцировка Ссылка
Суспензия клеток Эндометрий человека Мышь Эндотелий, строма эндометрия Zhu et al., 2021
Сгусток клеток Зубной сосочек крысы Крыса Дентин Yu et al., 2006
Пласт клеток Костный мозг мыши Мышь Остеогенез,
кроветворная строма 		Сац и др., 2015
Клетки на альгинатных микросферах Костный мозг крысы Крыса н/а Trouche et al., 2010
Клетки на фибриновых микросферах Костный мозг мыши Мышь Остеогенез,
кроветворная строма 		Gurevich et al., 2002
Клетки на деминерализованном костном матриксе Костный мозг, плацента, пуповина мыши Мышь Остеогенез,
кроветворная строма 		Prigozhina et al., 2008
Клетки на желатиновой губке Костный мозг мыши Мышь Остеогенез, кроветворная строма Чайлахян и др., 2014
Клетки на коллагеновой губке Селезенка мыши Мышь Кроветворная строма O’Neill et al., 2019
Клетки в фибриновом геле Эндометрий человека Мышь н/а Gurung et al., 2018
Клетки в геле на основе ПИПАА Костный мозг мыши Мышь Дентин Hashmi et al., 2017
Клетки в коллагеновом геле Пуповина человека Мышь Эпителий простаты (при трансплантации совместно с клетками мочеполового синуса плода крысы) Li et al., 2014
Тканевой фрагмент Костный мозг мыши Мышь Остеогенез,
кроветворная строма 		Schofield, 1986
Костный мозг кролика Кролик Остеогенез,
адипогенез,
кроветворная строма 		Bainton et al., 1986
Костный мозг, кость плода крысы Крыса Остеогенез,
адипогенез,
кроветворная строма 		Паюшина и др., 2017
Пульпа зуба мыши Мышь Остеогенез,
хондрогенез,
дентин 		Braut et al., 2003
Печень плода мыши Мышь Остеогенез,
хондрогенез,
кроветворная строма 		Старостин, Домарацкая, 2001
Печень плода крысы Крыса Хондрогенез Паюшина и др., 2011
Селезенка мыши Мышь Кроветворная строма Shatry, Levi, 2004

Примечание. н/а – не анализировали; ПИПАА – поли-N-изопропилакриламид.

Анализ дифференцировки МСК под капсулой почки реципиента возможен также при трансплантации клеток в их естественном микроокружении, в составе тканевых фрагментов кроветворных и других органов. В случае пересадки кроветворных органов исходно содержащиеся в них гемопоэтические клетки гибнут, а стромальные предшественники проявляют потенции к хрящевой и/или костной дифференцировке, наличие и выраженность которых зависят от видовой и органной принадлежности клеток. В частности, в трансплантатах печени зародышей мыши первоначально формируется хрящевая ткань, которая к 12–14-м суткам после операции замещается костью с костномозговым органом (Старостин, Домарацкая, 2001), тогда как при пересадке печени зародышей крысы хрящевая ткань сохраняется более месяца, не сменяясь костной (Паюшина и др., 2011). В трансплантатах костного мозга различных видов животных образуется костная раковина с кроветворной стромой, иногда содержащей адипоциты (Bainton et al., 1986; Schofield, 1986; Паюшина и др., 2017), а в трансплантированных фрагментах селезенки стромальные клетки не проявляют ни остеогенных, ни хондрогенных потенций (Shatry, Levi, 2004), как и при их пересадке на коллагеновом носителе после культивирования in vitro (O’Neill et al., 2019). Строма, образующаяся в таких трансплантатах, заселяется кроветворными клетками реципиента и сохраняет присущую исходному органу способность к поддержанию гемопоэза (Bainton et al., 1986; Schofield, 1986; Старостин, Домарацкая, 2001; Shatry, Levi, 2004; Паюшина и др., 2017). Благодаря этому обстоятельству экспериментальная модель трансплантации тканевых фрагментов (как и выделенных из них МСК) под капсулу почки широко используется для оценки не только дифференцировочного потенциала МСК, но и их способности к организации кроветворного микроокружения.

ТРАНСПЛАНТАЦИЯ В ДИФФУЗИОННЫХ КАМЕРАХ

При всех достоинствах экспериментальных моделей трансплантации МСК под кожу или под капсулу почки, они не позволяют исключить вклад клеток реципиента в формирование ткани на месте трансплантации. Несмотря на отсутствие или малочисленность резидентных стромальных предшественников в этих локализациях, они могут мигрировать в область трансплантации под влиянием хемоаттрактантов, выделяемых поврежденной хирургическим вмешательством тканью. В этой связи получили распространение методы экспериментальной трансплантации МСК в замкнутых системах, таких как диффузионные камеры. Размер пор в их стенках обеспечивает свободный обмен макромолекулами между трансплантатом и его окружением, но предотвращает миграцию клеток, что позволяет однозначно установить донорское происхождение ткани, образующейся внутри камеры. Диффузионные камеры могут быть помещены в брюшную полость (Фриденштейн и др., 1970; Friedenstein et al., 1987; Mardon et al., 1987; Bab et al., 1988; Bruder et al., 1990; Haynesworth et al., 1992; Gundle et al., 1997; Date et al., 2004; Yagami et al., 2004; Паюшина и др., 2017; Mohanram et al., 2020), под кожу (Tsuchiya et al., 2003; Zheng et al., 2010, 2014; Yagami et al., 2011; Claros et al., 2014) или в субфасциальное пространство (Nawata et al., 2005); судя по имеющимся данным, характер дифференцировки находящихся в них МСК не обнаруживает явной зависимости от места имплантации (табл. 3).

Таблица 3.

Трансплантация МСК в диффузионных камерах

Материал скаффолда Источник МСК Реципиент и место трансплантации Наблюдаемая дифференцировка Ссылка
– Костный мозг кролика Кролик в/б Остеогенез,
онхдрогенез 		Friedenstein et al., 1987
Костный мозг крысы* Крыса в/б Остеогенез,
хондрогенез,
волокнистая соединительная ткань 		Mardon et al., 1987
Костный мозг крысы, кость плода крысы Крыса в/б Остеогенез,
хондрогенез 		Паюшина и др., 2017
Костный мозг человека* Мышь в/б Остеогенез,
хондрогенез 		Bab et al., 1988
Костный мозг человека Мышь в/б Волокнистая соединительная ткань Haynesworth et al., 1992
Костный мозг мыши** Мышь п/к Хондрогенез Tsuchiya et al., 2003
Костный мозг цыпленка* Мышь в/б Остеогенез
хондрогенез 		Bruder et al, 1990
Селезенка морской свинки Морская свинка в/б Остеогенез (при трансплантации совместно с эпителием мочевого пузыря) Фриденштейн и др., 1970
Мышцы плода крысы Крыса в/м Хондрогенез Nawata et al., 2005
Линия USAC (человек) Мышь в/б Остеогенез,
хондрогенез
адипогенез 		Yagami et al., 2004
Коллагеновый гель Линия C3H10T1/2 (мышь) Мышь в/б Остеогенез,
хондрогенез,
адипогенез 		Date et al., 2004
Костный мозг кролика Кролик п/к Хондрогенез Zheng et al., 2010
Костный мозг крысы Крыса п/к Остеогенез,
хондрогенез 		Claros et al., 2014
ТКФ Костный мозг собаки Собака п/к Остеогенез Yagami et al., 2011
ГА/ТКФ Костный мозг человека Мышь в/б Остеогенез,
хондрогенез 		Gundle et al., 1997
ГА Пульпа зуба человека Мышь в/б Остеогенез Mohanram et al., 2020
Ca-фосфатная керамика, фиброин шелка Костный мозг кролика Кролик п/к волокнистая соединительная ткань Zheng et al., 2014

Примечания. в/б – внутрибрюшинно, в/м – внутримышечно, п/к – подкожно; ГА – гидроксиапатит, ТКФ – трикальцийфосфат; * – свежевыделенный костный мозг; ** – трансплантируемые клетки трансфицировали геном Sox-9.

В ранних работах в диффузионных камерах трансплантировали, как правило, суспензию свежевыделенных клеток костного мозга, что позволяло выявить остеогенные и хондрогенные потенции содержащихся в нем стромальных предшественников (Mardon et al., 1987; Bab et al., 1988; Bruder et al., 1990). Однако, как и при использовании вышеописанных экспериментальных моделей, МСК могут быть предварительно размножены in vitro. При этом возможно их помещение в камеру как в виде суспензии (Фриденштейн и др., 1970; Friedenstein et al., 1987; Haynesworth et al., 1992; Tsuchiya et al., 2003; Nawata et al., 2005; Паюшина и др., 2017), так и на скаффолде (Gundle et al., 1997; Zheng et al., 2010, 2014; Yagami et al., 2011; Claros et al., 2014; Mohanram et al., 2020). Результаты экспериментов при этом, как правило, сопоставимы с таковыми при трансплантации некультивированных клеток: МСК из большинства источников дифференцируются в остеогенном и/или хондрогенном направлении (Friedenstein et al., 1987; Gundle et al., 1997; Nawata et al., 2005; Zheng et al., 2010; Yagami et al., 2011; Claros et al., 2014; Паюшина и др., 2017; Mohanram et al., 2020). Адипогенез был показан только для постоянных линий мультипотентных стромальных предшественников, а именно USAC, полученной из остеосаркомы человека (Yagami et al., 2004) и C3H10T1/2 из крыши черепа зародыша мыши (Date et al., 2004), причем в последнем случае он требовал добавления в диффузионную камеру костного морфогенетического белка-2 (BMP-2).

Следует отметить, что отсутствие кровоснабжения и невозможность прямых регуляторных взаимодействий с клетками реципиента могут затруднять дифференцировку МСК в диффузионных камерах. В частности, она может не происходить без предварительной индукции in vitro (Gundle et al., 1997; Claros et al., 2014), добавления индукторов в имплантируемые камеры (Nawata et al., 2005) или трансфекции клеток генами, кодирующими определенные факторы транскрипции (Tsuchiya et al., 2003). Показательны результаты сравнения дифференцировки МСК из костного мозга человека при трансплантации иммунодефицитным мышам внутрибрюшинно в диффузионных камерах и подкожно в пористых керамических блоках: в первом случае образовывалась только волокнистая соединительная ткань, тогда как во втором – костная (Haynesworth et al., 1992). Тем не менее данная экспериментальная модель, как и описанные выше, успешно применяется в целях тестирования скаффолдов для тканевой инженерии (Nawata et al., 2005; Zheng et al., 2014; Yagami et al., 2011), сравнительной оценки потенций МСК из разных источников (Bab et al., 1988; Паюшина и др., 2017), анализа молекулярных механизмов регуляции дифференцировки (Tsuchiya et al., 2003).

Основные характеристики рассмотренных моделей эктопической трансплантации МСК обобщены в табл. 4.

Таблица 4.

Сравнение моделей эктопической трансплантации МСК

Характеристики Подкожная трансплантация Трансплантация под капсулу почки Трансплантация в диффузионных камерах
Техническая простота + – ±
Возможность трансплантации больших объемов материала + – –
Кровоснабжение ± + –
Миграция клеток из места трансплантации + – –
Возможность проникновения клеток реципиента в трансплантат + + –

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Экспериментальные модели эктопической трансплантации МСК, находящихся в составе тканевых фрагментов, свежевыделенных или предварительно размноженных in vitro, были разработаны еще на начальном этапе изучения свойств стромальных клеток-предшественников в последней трети XX века и до сих пор продолжают успешно применяться для анализа особенностей дифференцировки этих клеток в условиях in vivo. Каждая из описанных моделей имеет свои преимущества и недостатки, определяющие область ее применения. Так, подкожная трансплантация предпочтительна для пересадки больших объемов материала, в том числе на керамических скаффолдах; пересадка под капсулу почки технически сложна и связана с ограничениями на размер трансплантата и материал носителя, однако богатое кровоснабжение во многих случаях позволяет добиться наилучшего приживления и наиболее выраженной дифференцировки клеток; трансплантация в диффузионных камерах исключает непосредственный контакт между клетками донора и реципиента, что, с одной стороны, облегчает интерпретацию результатов эксперимента, но с другой – создает неоптимальные условия для дифференцировки и не позволяет исследовать прямые межклеточные взаимодействия, в частности, способность пересаженных клеток к поддержанию гемопоэза. Несомненную ценность для биомедицинской науки имеют и другие методы введения исследуемых клеток в организм животного-реципиента, такие как их инъекция в системный кровоток или локальная трансплантация в область повреждения ткани. Использование всех этих экспериментальных моделей позволяет получить информацию о взаимодействии МСК с организмом и регуляции их дифференцировки тканевым микроокружением, важную для фундаментальной науки и практической медицины.

Список литературы

  1. Паюшина О.В., Буторина Н.Н., Никонова Т.М., Кожевникова М.Н., Шевелева О.Н., Старостин В.И. Сравнительное исследование клонального роста и дифференцировки мезенхимных стромальных клеток из печени зародышей крысы на разных сроках пренатального развития // Цитология. 2011. Т. 53. № 11. С. 859–867.

  2. Паюшина О.В., Буторина Н.Н., Шевелева О.Н., Бухинник С.С., Березина А.А., Рамазанова С.Г., Домарацкая Е.И. Сравнительное исследование мезенхимных стромальных клеток костного мозга на разных стадиях индивидуального развития // Онтогенез. 2017. Т. 48. № 4. С. 315–324.

  3. Сац Н.В., Шипунова И.Н., Бигильдеев А.Е., Костюшев Д.С., Дризе Н.И. Особенности переноса гена в мезенхимальные стволовые клетки // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2015. № 1. С. 21–24.

  4. Старостин В.И., Домарацкая Е.И. Хондро- и остеогенез в эктопических трансплантатах печени зародышей мышей // Онтогенез. 2001. Т. 32. № 2. С. 114–117.

  5. Фриденштейн А.Я., Чайлахян Р.К., Лалыкина К.С. О фибробластоподобных клетках в культурах кроветворной ткани морских свинок // Цитология. 1970. Т. 12. № 9. С. 1147–1155.

  6. Чайлахян Р.К., Юсупов В.И., Горская Ю.Ф., Куралесова А.И., Герасимов Ю.В., Свиридов А.П., Тамбиев А.Х., Воробьева Н.Н., Грошева А.Г., Шишкова В.В., Москвина И.Л., Баграташвили В.Н. Эффекты акустического и КВЧ-воздействия на мультипотентные стромальные клетки при формировании гетеротопных костномозговых органов в тканеинженерных конструкциях // Бюлл. эксп. биол. мед. 2014. Т. 158. № 11. С. 640–644.

  7. Bab I., Passi-Even L., Gazit D., Sekeles E., Ashton B.A., Peylan-Ramu N., Ziv I., Ulmansky M. Osteogenesis in in vivo diffusion chamber cultures of human marrow cells // Bone Miner. 1988. V. 4. № 4. P. 373–386.

  8. Bainton D.F., Maloney M.A., Patt H.M., Stern R. Characterization of rabbit stromal fibroblasts derived from red and yellow bone marrow // J. Exp. Med. 1986. V. 163. № 2. P. 400–413.

  9. Braut A., Kollar E.J., Mina M. Analysis of the odontogenic and osteogenic potentials of dental pulp in vivo using a Col1a1-2.3-GFP transgene // Int. J. Dev. Biol. 2003. V. 47. № 4. P. 281–292.

  10. Bruder S.P., Gazit D., Passi-Even L., Bab I., Caplan A.I. Osteochondral differentiation and the emergence of stage-specific osteogenic cell-surface molecules by bone marrow cells in diffusion chambers // Bone Miner. 1990. V. 11. № 2. P. 141–151.

  11. Calabrese G., Giuffrida R., Forte S., Fabbi C., Figallo E., Salvatorelli L., Memeo L., Parenti R., Gulisano M., Gulino R. Human adipose-derived mesenchymal stem cells seeded into a collagen-hydroxyapatite scaffold promote bone augmentation after implantation in the mouse // Sci. Rep. 2017. V. 7. № 1. P. 7110.

  12. Claros S., Rico-Llanos G.A., Becerra J., Andrades J.A. A novel human TGF-β1 fusion protein in combination with rhBMP-2 increases chondro-osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells // Int. J. Mol. Sci. 2014. V. 15. № 7. P. 11255–11274.

  13. Cui J.H., Park K., Park S.R., Min B.H. Effects of low-intensity ultrasound on chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells embedded in polyglycolic acid: an in vivo study // Tissue Eng. 2006. V. 12. № 1. P. 75–82.

  14. Date T., Doiguchi Y., Nobuta M., Shindo H. Bone morphogenetic protein-2 induces differentiation of multipotent C3H10T1/2 cells into osteoblasts, chondrocytes, and adipocytes in vivo and in vitro // J. Orthop. Sci. 2004. V. 9. № 5. P. 503–508.

  15. DeWard A.D., Komori J., Lagasse E. Ectopic transplantation sites for cell-based therapy // Curr. Opin. Organ Transplant. 2014. V. 19. № 2. P. 169–174.

  16. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D., Horwitz E. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement // Cytotherapy. 2006. V. 8. № 4. P. 315–317.

  17. Duan W., Chen C., Haque M., Hayes D., Lopez M.J. Polymer-mineral scaffold augments in vivo equine multipotent stromal cell osteogenesis // Stem Cell Res. Ther. 2018. V. 9. № 1. P. 60.

  18. Frazier T.P., Bowles A., Lee S., Abbott R., Tucker H.A., Kaplan D., Wang M., Strong A., Brown Q., He J., Bunnell B.A., Gimble J.M. Serially transplanted nonpericytic CD146(-) adipose stromal/stem cells in silk bioscaffolds regenerate adipose tissue in vivo // Stem Cells. 2016. V. 34. № 4. P. 1097–1111.

  19. Freeman B.T., Kouris N.A., Ogle B.M. Tracking fusion of human mesenchymal stem cells after transplantation to the heart // Stem Cells Transl. Med. 2015. V. 4. № 6. P. 685–694.

  20. Friedenstein A.J., Chailakhyan R.K., Gerasimov U.V. Bone marrow osteogenic stem cells: in vitro cultivation and transplantation in diffusion chambers // Cell Tissue Kinet. 1987. V. 20. № 3. P. 263–272.

  21. Gnecchi M., Danieli P., Malpasso G., Ciuffreda M.C. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair // Methods Mol. Biol. 2016. V. 1416. P. 123–146.

  22. Gundle R., Joyner C.J., Triffitt J.T. Interactions of human osteoprogenitors with porous ceramic following diffusion chamber implantation in a xenogeneic host // J. Mater. Sci. Mater. Med. 1997. V. 8. № 8. P. 519–523.

  23. Gurevich O., Vexler A., Marx G., Prigozhina T., Levdansky L., Slavin S., Shimeliovich I., Gorodetsky R. Fibrin microbeads for isolating and growing bone marrow-derived progenitor cells capable of forming bone tissue // Tissue Eng. 2002. V. 8. № 4. P. 661–672.

  24. Gurung S., Deane J.A., Darzi S., Werkmeister J.A., Gargett C.E. In vivo survival of human endometrial mesenchymal stem cells transplanted under the kidney capsule of immunocompromised mice // Stem Cells Dev. 2018. V. 27. № 1. P. 35–43.

  25. Hashmi B., Mammoto T., Weaver J., Ferrante T., Jiang A., Jiang E., Feliz J., Ingber D.E. Mechanical induction of dentin-like differentiation by adult mouse bone marrow stromal cells using compressive scaffolds // Stem Cell Res. 2017. V. 24. P. 55–60.

  26. Haynesworth S.E, Goshima J., Goldberg V.M., Caplan A.I. Characterization of cells with osteogenic potential from human marrow // Bone. 1992. V. 13. № 1. P. 81–88.

  27. Juffroy O., Noël D., Delanoye A., Viltart O., Wolowczuk I., Verwaerde C. Subcutaneous graft of D1 mouse mesenchymal stem cells leads to the formation of a bone-like structure // Differentiation. 2009. V. 78. № 4. P. 223–231.

  28. Kemp K., Gordon D., Wraith D.C., Mallam E., Hartfield E., Uney J., Wilkins A., Scolding N. Fusion between human mesenchymal stem cells and rodent cerebellar Purkinje cells // Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2011. V. 37. № 2. P. 166–178.

  29. Koponen J.K., Kekarainen T. E., Heinonen S., Laitinen A., Nystedt J., Laine J., Ylä-Herttuala S. Umbilical cord blood-derived progenitor cells enhance muscle regeneration in mouse hindlimb ischemia model // Mol. Ther. 2007. V. 15. № 12. P. 2172–2177.

  30. Kramann R., Kunter U., Brandenburg V.M., Leisten I., Ehling J., Klinkhammer B.M., Knüchel R., Floege J., Schneider R.K. Osteogenesis of heterotopically transplanted mesenchymal stromal cells in rat models of chronic kidney disease // J. Bone Miner. Res. 2013. V. 28. № 12. P. 2523–2534.

  31. Kuznetsov S.A., Hailu-Lazmi A., Cherman N., de Castro L.F., Robey P.G., Gorodetsky R. In vivo formation of stable hyaline cartilage by naïve human bone marrow stromal cells with modified fibrin microbeads // Stem Cells Transl. Med. 2019. V. 8. № 6. P. 586–592.

  32. Larson B.L., Yu S.N., Park H., Estes B.T., Moutos F.T., Bloomquist C.J., Wu P.B., Welter J.F., Langer R., Guilak F., Freed L.E. Chondrogenic, hypertrophic, and osteochondral differentiation of human mesenchymal stem cells on three-dimensionally woven scaffolds // J. Tissue Eng. Regen. Med. 2019. V. 13. № 8.P. 1453–1465.

  33. Li F., Niyibizi C. Engraftability of murine bone marrow-derived multipotent mesenchymal stem cell subpopulations in the tissues of developing mice following systemic transplantation // Cells Tissues Organs. 2016. V. 201. № 1. P. 14–25.

  34. Li W., Ye B., Cai X.Y., Lin J.H., Gao W.Q. Differentiation of human umbilical cord mesenchymal stem cells into prostate-like epithelial cells in vivo // PLoS One. 2014. V. 9. № 7. P. e102657.

  35. Ljung K., Grönlund A., Felldin U., Rodin S., Corbascio M., Österholm C., Grinnemo K.H. Human fetal cardiac mesenchymal stromal cells differentiate in vivo into endothelial cells and contribute to vasculogenesis in immunocompetent mice // Stem Cells Dev. 2019. V. 28. № 5. P. 310–318.

  36. Ma D., Ren L., Liu Y., Chen F., Zhang J., Xue Z., Mao T. Engineering scaffold-free bone tissue using bone marrow stromal cell sheets // J. Orthop. Res. 2010. V. 28. № 5. P. 697–702.

  37. Mardon H.J., Bee J., von der Mark K., Owen M.E. Development of osteogenic tissue in diffusion chambers from early precursor cells in bone marrow of adult rats // Cell Tissue Res. 1987. V. 250. № 1. P. 157–165.

  38. Masterson C.H., Tabuchi A., Hogan G., Fitzpatrick G., Kerrigan S.W., Jerkic M., Kuebler W.M., Laffey J.G., Curley G.F. Intra-vital imaging of mesenchymal stromal cell kinetics in the pulmonary vasculature during infection // Sci. Rep. 2021. V. 11. № 1. P. 5265.

  39. McCarty R.C., Gronthos S., Zannettino A.C., Foster B.K., Xian C.J. Characterisation and developmental potential of ovine bone marrow derived mesenchymal stem cells // J. Cell. Physiol. 2009. V. 219. № 2. P. 324–333.

  40. Mohanram Y., Zhang J., Tsiridis E., Yang X.B. Comparing bone tissue engineering efficacy of HDPSCs, HBMSCs on 3D biomimetic ABM-P-15 scaffolds in vitro and in vivo // Cytotechnology. 2020. V. 72. № 5. P. 715–730.

  41. Nakamura Y., Wang X., Xu C., Asakura A., Yoshiyama M., From A.H., Zhang J. Xenotransplantation of long-term-cultured swine bone marrow-derived mesenchymal stem cells // Stem Cells. 2007. V. 25. № 3. P. 612–620.

  42. Nawata M., Wakitani S., Nakaya H., Tanigami A., Seki T., Nakamura Y., Saito N., Sano K., Hidaka E., Takaoka K. Use of bone morphogenetic protein 2 and diffusion chambers to engineer cartilage tissue for the repair of defects in articular cartilage // Arthritis Rheum. 2005. V. 52. № 1. P. 155–163.

  43. Noiseux N., Gnecchi M., Lopez-Ilasaca M., Zhang L., Solomon S.D., Deb A., Dzau V.J., Pratt R.E. Mesenchymal stem cells overexpressing Akt dramatically repair infarcted myocardium and improve cardiac function despite infrequent cellular fusion or differentiation // Mol. Ther. 2006. V. 14. № 6. P. 840–850.

  44. O’Neill H.C., Lim H.K., Periasamy P., Kumarappan L., Tan J.K.H., O’Neill T.J. Transplanted spleen stromal cells with osteogenic potential support ectopic myelopoiesis // PLoS One. 2019. V. 14. № 10. P. e0223416.

  45. Park Y.K., Heo S.J., Koak J.Y., Park G.S., Cho T.J., Kim S.K., Cho J. Characterization and differentiation of circulating blood mesenchymal stem cells and the role of phosphatidylinositol 3-kinase in modulating the adhesion // Int. J. Stem Cells. 2019. V. 12. № 2. P. 265–278.

  46. Pittenger M., Marshak D.R. Mesenchymal stem cells of human adult bone marrow // Stem Cell Biology / Eds. Marshak D.R., Gottlieb D., Gardner R. N-Y., Cold Spring Harbor: The Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001. P. 349–373.

  47. Preda M.B., Lupan A.M., Neculachi C.A., Leti L.I., Fenyo I.M., Popescu S., Rusu E.G., Marinescu C.I., Simionescu M., Burlacu A. Evidence of mesenchymal stromal cell adaptation to local microenvironment following subcutaneous transplantation // J. Cell. Mol. Med. 2020. V. 24. № 18. P. 10889–10897.

  48. Prigozhina T.B., Khitrin S., Elkin G., Eizik O., Morecki S., Slavin S. Mesenchymal stromal cells lose their immunosuppressive potential after allotransplantation // Exp. Hematol. 2008. V. 36. № 10. P. 1370–1376.

  49. Qadir A.S., Um S., Lee H., Baek K., Seo B.M., Lee G., Kim G.S., Woo K.M., Ryoo H.M., Baek J.H. miR-124 negatively regulates osteogenic differentiation and in vivo bone formation of mesenchymal stem cells // J. Cell. Biochem. 2015. V. 116. № 5. P. 730–742.

  50. Qu D., Li J., Li Y., Khadka A., Zuo Y., Wang H., Liu Y., Cheng L. Ectopic osteochondral formation of biomimetic porous PVA-n-HA/PA6 bilayered scaffold and BMSCs construct in rabbit // J. Biomed. Mater. Res. B. Appl. Biomater. 2011. V. 96. № 1. P. 9–15.

  51. Samsonraj R.M., Raghunath M., Nurcombe V., Hui J.H., van Wijnen A.J., Cool S.M. Concise review: multifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine // Stem Cells Transl. Med. 2017. V. 6. № 12. P. 2173–2185.

  52. Sathy B.N., Daly A., Gonzalez-Fernandez T., Olvera D., Cunniffe G., McCarthy H.O., Dunne N., Jeon O., Alsberg E., Donahue T.L.H., Kelly D.J. Hypoxia mimicking hydrogels to regulate the fate of transplanted stem cells // Acta Biomater. 2019. V. 88. P. 314–324.

  53. Schofield R. Standardization of procedures for ectopic marrow grafting: I. Influence of sex of recipient // Exp. Hematol. 1986. V. 14. № 1. P. 66–71.

  54. Scott M.A., Levi B., Askarinam A., Nguyen A., Rackohn T., Ting K., Soo C., James A.W. Brief review of models of ectopic bone formation // Stem Cells Dev. 2012. V. 21. № 5. P. 655–667.

  55. Sharma S., Sapkota D., Xue Y., Rajthala S., Yassin M.A., Finne-Wistrand A., Mustafa K. Delivery of VEGFA in bone marrow stromal cells seeded in copolymer scaffold enhances angiogenesis, but is inadequate for osteogenesis as compared with the dual delivery of VEGFA and BMP2 in a subcutaneous mouse model // Stem Cell Res. Ther. 2018. V. 9. № 1. P. 23.

  56. Shatry A.M., Levy R.B. Engraftment of splenic tissue as a method to investigate repopulation by hematopoietic cells from host and donor marrow // Stem Cells Dev. 2004. V. 13. № 4. P. 390–399.

  57. Shou K., Huang Y., Qi B., Hu X., Ma Z., Lu A., Jian C., Zhang L., Yu A. Induction of mesenchymal stem cell differentiation in the absence of soluble inducer for cutaneous wound regeneration by a chitin nanofiber-based hydrogel // J. Tissue Eng. Regen. Med. 2018. V. 12. № 2. P. 867–880.

  58. Suzuki K., Nagata K., Yokota T., Honda M., Aizawa M. Histological evaluations of apatite-fiber scaffold cultured with mesenchymal stem cells by implantation at rat subcutaneous tissue // Biomed. Mater. Eng. 2017. V. 28. № 1. P. 57–64.

  59. Trouche E., Girod Fullana S., Mias C., Ceccaldi C., Tortosa F., Seguelas M.H., Calise D., Parini A., Cussac D., Sallerin B. Evaluation of alginate microspheres for mesenchymal stem cell engraftment on solid organ // Cell Transplant. 2010. V. 19. № 12. P. 1623–1633.

  60. Tsuchiya H., Kitoh H., Sugiura F., Ishiguro N. Chondrogenesis enhanced by overexpression of sox9 gene in mouse bone marrow-derived mesenchymal stem cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. V. 301. № 2. P. 338–343.

  61. Tuček L., Kočí Z., Kárová K., Doležalová H., Suchánek J. The osteogenic potential of human nondifferentiated and pre-differentiated mesenchymal stem cells combined with an osteoconductive scaffold – early stage healing // Acta Medica (Hradec Kralove). 2017. V. 60. № 1. P. 12–18.

  62. Ueda T., Fujita A., Ogawa R., Itoh Y., Fukunaga Y., Shimada T., Migita M. Adipose-derived stromal cells grown on a hydroxyapatite scaffold can support hematopoiesis in regenerated bone marrow in vivo // Cell Biol. Int. 2014. V. 38. № 6. P. 790–798.

  63. Wang Z., Wu D., Zou J., Zhou Q., Liu W., Zhang W., Zhou G., Wang X., Pei G., Cao Y., Zhang Z.Y. Development of demineralized bone matrix-based implantable and biomimetic microcarrier for stem cell expansion and single-step tissue-engineered bone graft construction // J. Mater. Chem. B. 2017. V. 5. № 1. P. 62–73.

  64. Wang Y., Xiao Y., Long S., Fan Y., Zhang X. Role of N-cadherin in a niche-mimicking microenvironment for chondrogenesis of mesenchymal stem cells in vitro // ACS Biomater. Sci. Eng. 2020. V. 6. № 6. P. 3491–3501.

  65. Weigand A., Beier J.P., Schmid R., Knorr T., Kilian D., Götzl R., Gerber T., Horch R.E., Boos A.M. Bone tissue engineering under xenogeneic-free conditions in a large animal model as a basis for early clinical applicability // Tissue Eng. Part A. 2017. V. 23. № 5–6. P. 208–222.

  66. Wittig O., Diaz-Solano D., Cardier J. Viability and functionality of mesenchymal stromal cells loaded on collagen microspheres and incorporated into plasma clots for orthopaedic application: Effect of storage conditions // Injury. 2018. V. 49. № 6. P. 1052–1057.

  67. Wu Y., Chen L., Scott P.G., Tredget E.E. Mesenchymal stem cells enhance wound healing through differentiation and angiogenesis // Stem Cells. 2007. V. 25. № 10. P. 2648–2659.

  68. Yagami K., Shirota T., Shintani S., Mayahara M., Nishizawa M., Yanagisawa S., Sammons R., Kuboki Y. Honeycomb form β-tricalcium phosphate induces osteogenesis by geometrical property with BMSC // Biomed. Mater. Eng. 2011. V. 21. № 5–6. P. 291–306.

  69. Yagami K., Uyama Y., Yoshizawa Y., Kakuta S., Yamaguchi A., Nagumo M. A human chondrogenic cell line retains multi-potency that differentiates into osteoblasts and adipocytes // Bone. 2004. V. 34. № 4. P. 648–655.

  70. Yang S.J., Son J.K., Hong S.J., Lee N.E., Shin D.Y., Park S.H., An S.B., Sung Y.C., Park J.B., Yang H.M., Kim S.J. Ectopic vascularized bone formation by human umbilical cord-derived mesenchymal stromal cells expressing bone morphogenetic factor-2 and endothelial cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2018. V. 504. № 1. P. 302–308.

  71. Ye X., Yin X., Yang D., Tan J., Liu G. Ectopic bone regeneration by human bone marrow mononucleated cells, undifferentiated and osteogenically differentiated bone marrow mesenchymal stem cells in beta-tricalcium phosphate scaffolds // Tissue Eng. Part C Methods. 2012. V. 18. № 7. P. 545–556.

  72. Yu J.H., Shi J.N., Deng Z.H., Zhuang H., Nie X., Wang R.N., Jin Y. Cell pellets from dental papillae can reexhibit dental morphogenesis and dentinogenesis // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006. V. 346. № 1. P. 116–124.

  73. Zhang B., Huo S., Cen X., Pan X., Huang X., Zhao Z. circAKT3 positively regulates osteogenic differentiation of human dental pulp stromal cells via miR-206/CX43 axis // Stem Cell Res. Ther. 2020. V. 11. № 1. P. 531.

  74. Zheng L., Fan H.S., Sun J., Chen X.N., Wang G., Zhang L., Fan Y.J., Zhang X.D. Chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells induced by collagen-based hydrogel: an in vivo study // J. Biomed. Mater. Res. A. 2010. V. 93. № 2. P. 783–792.

  75. Zheng L., Yang J., Fan H., Zhang X. Material-induced chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells is material-dependent // Exp. Ther. Med. 2014. V. 7. № 5. P. 1147–1150.

  76. Zhu X., Yu F., Yan G., Hu Y., Sun H., Ding L. Human endometrial perivascular stem cells exhibit a limited potential to regenerate endometrium after xenotransplantation // Hum. Reprod. 2021. V. 36. № 1. P. 145–159.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска содержание выпуска

Известия РАН. Серия биологическая

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал