Микробиология, 2019, T. 88, № 4, стр. 377-400

Адаптивность экстремофилов Archaea и Bacteria

А. И. Саралов *

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения Российской академии наук, филиал Пермского федерального исследовательского центра Уральского отделения Российской академии наук
614081 Пермь, Россия

* E-mail: saralov@iegm.ru

Поступила в редакцию 13.02.2019
После доработки 04.03.2019
Принята к публикации 29.03.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Экстремофильные прокариоты – обитатели горячих, холодных, кислых, щелочных, соленых и глубоководных экосистем, классифицируются как моно- и полиэкстремофильные или экстремотолерантные. Термофильные сапротрофные археи при нагревании, подкислении или засолении среды способны поддерживать эндогенный гомеостаз и высокую скорость роста путем биосинтеза ферментов теплового шока – белков общего ответа на стрессы, C40C40 мембранных тетраэфиров с различным числом циклопентановых колец, а также трегалозы и других гиперосмолитов. Впервые отмечено, что малоразмерные редуцированные геномы (0.5 до 3.0 млн пар нуклеотидов (м.п.н.)) архей термоацидофилов и гипертермофилов, по-видимому, отражают их адаптивность в основном за счет фенотипических изменений и имеют пониженный потенциал к видообразованию. Напротив, психрофильные гетеротрофные бактерии в ответ на cублетальное понижение температуры увеличивают конформационную гибкость макромолекул и содержание ненасыщенных жирных кислот в составе мембранных липидов, синтезируют мембран-ассоциированные гликопротеины, антифризовые протеины, группу белков общего стрессового ответа, специфичные и индуцибельные белки холодового шока, повышающие скорость роста. При замедлении и прекращении роста психрофилы включают процессы вторичного метаболизма, резко усиливают биосинтез адаптогенных экзополисахаридов. Тем самым они смягчают прямое воздействие солености и гидростатического давления на жизнеспособные клетки, блокируют вирусную атаку, влияют на микроструктуру и физико-химические свойства льда. Морские психрофильные и пьезопсихрофильные бактерии имеют бóльшие по размеру геномы (2.6 до 6.4 м.п.н.), отражающие их адаптивность за счет генотипических изменений и имеющие повышенный потенциал к видообразованию.

Ключевые слова: экстремофилы Archaea и Bacteria, термофилы, психрофилы, алкалофилы, ацидофилы, галофилы, пьезофилы, адаптация, фенотипические свойства, генотипические изменения

Представители доменов Bacteria и Archaea, известные как экстремофилы, обитают в природных средах, которые для других микроорганизмов невыносимо враждебны или даже летальны: в подводных гидротермальных вентах с температурой до 122°С, в охлажденной морской воде (до –20°С), в аномально кислой (рН 0) или щелочной (рН 12.8) среде, в концентрированных растворах космотропных (NaCl) или хаотропных (MgCl2) солей, в океанических впадинах при гидростатическом давлении до 110 МПа (Jebbar et al., 2015; Poli et al., 2017). Важная роль для генетически обусловленной адаптации живых организмов к изменениям внешних условий принадлежит водным растворам. Степень доступности воды в растворах определяется показателем активности воды aW, который характеризует связанность молекул H2O растворенным веществом. Экстремофильные галоархеи способны расти в условиях температурного оптимума в насыщенном растворе NaCl c aW ~ 0.75, мицелиальные грибы и дрожжи в присутствии сахаров могут расти при гораздо более низких значениях aW ~ 0.61–0.65, чем в присутствии солей (Grant, 2004). Однако современные исследования свидетельствуют, что некоторые “хаофильные” микроорганизмы способны расти при aW ~ 0.6–0.4 (Van der Wielen et al., 2005; Hallsworth et al., 2007; Cowan et al., 2015; Yakimov et al., 2015; Steinle et al., 2018).

В течение последних 20 лет в восточной части Средиземного моря на протяженной гряде было выявлено 7 меромиктических гиперсоленых аноксичных озер с высоким содержанием хлорида магния при гидростатическом давлении ~36 МПа (Van der Wielen et al., 2005; Hallsworth et al., 2007; Yakimov et al., 2015; Steinle et al., 2018). В двух озерах концентрация хаотропного MgCl2 определена близкой к насыщению, но отмечено низкое содержание космотропных ионов Na+ и ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }}.$ В озере Дискавери (Lake Discovery) с 5.05 М MgCl2 водная активность (aW) рассола при 14.5°С составила 0.382 (Van der Wielen et al., 2005; Hallsworth et al., 2007), в озере Криос (Lake Kryos) с 4.38 М MgCl2 – a0.399 (Yakimov et al., 2015; Steinle et al., 2018). У насыщенного раствора MgCl2 a0.340, которая рассматривается как несовместимая с жизнью. В бассейнах Криос и Дискавери в период соляного кризиса 5–6 млн лет назад сформировалась хаотропная система с наименьшей водной активностью среди всех известных гидрологических формаций на нашей планете. Хаотропные соли могут убивать клетки и денатурировать макромолекулы, но они частично стабилизируют мРНК/ДНК, что позволяет выявить законсервированные прокариоты in situ молекулярными методами. Даже в суровых хаотропных средах обнаружены жизнеспособные группы преимущественно сульфатредуторов и метаногенов. Детектированы клоны, родственные Methanohalophilus и Desulfohalobium, относительная численность которых повышалась с глубиной, но исчезали представители филумов Crenarhaeota и Thaumarhaeota.

Культивируемые виды экстремофилов выделены стандартными методами водной микробиологии и значительно полнее детектированы in situ современными молекулярными методами (Cowan et al., 2015). Два основных архейных филума Euryarchaeota и Crenarchaeota филогенетически связаны с рядом недавно описанных мелких (обычно локальных) филумов (Spang et al., 2015). Предложен суперфилум, состоящий из гипертермофильного Crenarchaeota, мезофильных Thaumarchaeota, Aigarchaeota (Caldiarchaeum), Korarchaeota и Lokiarchaeota. Он обособлен от Euryarchaeota и Nanoarchaeota. Высокий уровень сродства установлен между Thaumarchaeota и Aigarchaeota (Brochier-Armanet et al., 2008). Заслуживает особого внимания тот факт, что представители Lokiarchaeota с низким значением Г + Ц в ДНК (Loki 3) образуют монофилетическую группу с эу-кариотами. В частности, локиархейные актины составляют обособленный кластер с актинами э-укариотических клеток (Spang et al., 2015), аналогичные кластеры с фрагментами РНК- и ДНК-полимераз, семействами селенопротеинов Lokiarchaeota и Eukarya (Mariotti et al., 2016).

Недавно из водных осадков различных географических зон идентифицирован новый суперфилум, состоящий из Heimdall-, Odin- и Thorarchaeota (Seitz et al., 2016; Zaremba-Niedzwiedzka et al., 2017). Он филогенетически связан с Lokiarchaeota и некоторыми другими древними группами архей. По результатам сравнительно-геномных реконструкций установлены родственные связи между некоторыми ключевыми структурными и функциональными системами эукариот и представителями двух новых суперфилумов. В частности, выявлено несколько гомологов мембран-ассоциированных протеинов, систем образования везикул, клеточного деления, деградации РНК, регулирования путей гликолиза и протеолиза. Тем самым получено солидное подтверждение подразделению клеточной жизни на три домена (Archaea, Bacteria, Eukarya) и о тесной связи Eu-karya с Archaea, а не с Bacteria (Woese et al., 1990).

В настоящем обзоре рассмотрена адаптивность культивируемых экстремофилов, включая термофильных, психрофильных и пьезофильных полиэкстремофилов.

КЛАССИФИКАЦИЯ ЭКСТРЕМОФИЛОВ

Экстремофильные прокариоты включают две категории организмов. Моно- и полиэкстремофилы для своего роста требуют один или более экстремальных условий внешней среды. Экстремотолерантные организмы могут обладать устойчивостью к одному или более физико-химическим параметрам, но для оптимального роста нуждаются в “нормальных” условиях (Pikuta et al., 2007; Fang et al., 2010; Mesbah, Wiegel, 2012). При классификации экстремофилов учитывают спектр абиотических факторов для физиологических приспособлений к среде обитания, в частности, выделяют минимальные, оптимальные и максимальные значения параметров для их роста (табл. 1). Для полиэкстремофилов обычно рассматривают комбинации температуры с соленостью и рН, а также с соленостью, рН и гидростатическим давлением. При анализе сочетаний экстремальных условий отмечают, что фактически нет ацидофильных психрофилов и галофилов, отсутствуют пресноводные пьезофилы, нет галофильных гипертермофилов (Pikuta et al., 2007). Бактерии, как правило, доминируют в низкотемпературных и щелочных экосистемах, а археи – в высокотемпературных и кислых.

Таблица 1.  

Классификация прокариот согласно реакциям на температуру, соли, pH и гидростатическое давление

Категория Признаки
Облигатные психрофилы tмин ≤ 4°С tопт ≤ 10°С tмакс ≤ 20°С
Психрофилы tмин ≤ 4°С tопт ≤ 15°С tмакс ≤ 25°С
Психротрофы tмин ≤ 4°С tопт ≤ 25°С tмакс ≤ 30°С
Психротолерантные tмин ≤ 8°С tопт < 35°С tмакс < 40°С
Мезофилы tмин ≥ 15°С tопт ≥ 30–45°С tмакс ≤ 55°С
Термотолерантные tмин ≥ 20°С tопт ≥ 35–50°С tмакс ≤ 60°С
Умеренные термофилы tмин ≥ 25°С tопт > 50°С tмакс > 60°С
Термофилы tмин ≥ 45°С tопт ≥ 70°С tмакс ≥ 75°С
Гипертермофилы tмин ≥ 65°С tопт ≥ 85°С tмакс ≤ 113°С
Пьезотолерантные 0.1–50 МПа (tопт ≈ 10–15°С; 45–95°С)  
Умеренные пьезофилы 10–20 МПа (tопт ≈ 10°С; 45–95°С)  
Пьезофилы 30–50 МПа (tопт ≈ 4–10°С; 70–100°С)  
Облигатные пьезофилы 60–100 МПа (tопт ≈10°С; 85–105°С)  
Негалофилы <0.2 М солей $ \lesssim $1% NaClопт  
Слабые галофилы 0.2–0.5 М солей ≈1–3% NaClопт  
Умеренные галофилы 0.5–2.0 М солей ≈3–12% NaClопт  
Галофилы 1.7–4.0 М солей ≈10–24% NaClопт  
Облигатные галофилы 2.5–4.5 М солей ≈15–27% NaClопт  
Галотолерантные 0–4.0 М солей ≈0–24% NaClопт  
Облигатные ацидофилы pHмин ≤ 1.0 pHопт ≤ 3.5 pHмакс ≤ 5.0
Ацидофилы pHмин ≤ 3.0 pHопт ≤ 4.0 pHмакс ≤ 5.5
Умеренные ацидофилы pHмин ≤ 4.0 pHопт ≤ 5.5 pHмакс ≤ 6.5
Ацидотолерантные pHмин ≤ 4.5 pHопт ≤ 7.0 pHмакс ≤ 8.5
Нейтрофилы pHмин ≥ 5.0 pHопт ≈ 7.0 pHмакс ≤ 9.0
Алкалотолерантные pHмин < 7.0 pHопт ≤ 8.5 pHмакс ≤ 9.5
Факультативные алкалофилы pHмин < 7.5 pHопт ≥ 8.5 pHмакс ≥ 9.0
Облигатные алкалофилы pHмин ≥ 7.5 pHопт ≥ 9.0 pHмакс ≥ 9.5

Глубоководную пьезосферу принято определять как океанические водные массы с глубин более 1000 м (гидростатическое давление ≥100 атм или ≥10 МПа). Она занимает около 75% общего объема мирового океана, средняя глубина ~3800 м (38 МПа) (Fang et al., 2010). Пьезосфера в основной ее части холодная (2–4°С), но в локальных местах гидротермальных излияний температура может достигать 150–370°С. Классификация пьезофилов основана на оптимальных значениях давления и температуры для их репродукции. Пьезотолерантные прокариоты способны расти в довольно широком диапазоне гидростатического давления (0.1–50 МПа). Облигатные пьезофилы нуждаются в высоком давлении 60–100 МПа. Облигатные психрофилы обычно представлены пьезофилами (30–50 МПа, tопт 4–10°С). У умеренных и облигатных термофилов корреляционная связь между гидростатическим давлением и оптимальной температурой репродукции выражена значительно слабее, чем у облигатных психрофилов.

Галофилия и алкалофилия хорошо сочетаются в определенных морских и наземных средах, где щелочность обусловлена наличием карбонатных солей, общая соленость выше концентрации NaCl. Для галоалкалофилов (натронофилов) характерна облигатная зависимость от ионов натрия, от карбонат- и хлорид-ионов. Некоторые из них способны расти и при повышенной температуре как тройные полиэкстремофилы – галофильные алкалотермофилы (Pikuta et al., 2007). Они обладают комплексом адаптационных механизмов, позволяющих контролировать энергетический и осмотический баланс, цитоплазматический рН-гомеостаз, мембранную проницаемость и стабильность внутриклеточных протеинов. Напротив, моноэкстремофилы без предварительной адаптации не способны защитить клетки от других стрессоров. Их выживание в конкретных стрессорных условиях обусловлено усилением синтеза комплекса из 40–70 протеинов, часть из них стресс-специфичны: 15–19% для теплового и солевого стрессов, 22–39% для кислотного и окислительного стрессов (Svensäter et al., 2000). Шесть белков теплового шока принято характеризовать как главные протеины общего стрессового ответа.

ХАРАКТЕРИСТИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ КЛАССОВ EURYARCHAEOTA И ПОРЯДКОВ CRENARCHAEOTA

На основании филогенетического анализа домен Archaea разделен на два основных филума – Euryarchaeota и Crenarchaeota. По данным на 2001 г. культивируемые термофильные и гипертермофильные кренархеи было принято объединять в один класс Thermoprotei и подразделять на три порядка – Desulfurococcales, Sulfolobales и Thermoproteales. В 2009 г. в состав филума Crenarchaeota предложено включить еще один порядок – Acidilobales (Prokofeva et al., 2009). Представители этого нового порядка обитают в наземных горячих источниках, являются термофильными ацидофилами, облигатными анаэробами, рост которых заметно стимулирует элементная сера. Их мембранные липиды содержат уникальный изопреноидный кренархеол – глицерин-диалкил-глицерин-тетраэфир (ГДГТ) с циклопентановыми и циклогексановыми кольцами (Prokofeva et al., 2000; Pearson et al., 2008) (табл. 2). Выявлена значительная положительная корреляционная связь между содержанием ГДГТ и низким значением рН, но слабая – с температурой роста (Pearson et al., 2008). ГДГТ являются также коровыми липидами мембран литоавтотрофных аммонийокисляющих архей, которые вынесены из состава культивируемых гипертермофильных кренархеи в мезофильный филум Thaumarchaeota (De la Torre et al., 2008). У пьезофильных термофилов синтез ГДГТ практически полностью ингибируется в условиях повышенного гидростатического давления (Siliakus et al., 2017). При этом в составе кренархеолов начинают преобладать ациклические тетраэфиры без циклопентановых колец и археольные C20C20 дифитанилглицериновые диэфиры, которые можно рассматривать также в качестве специфических коровых мембранных липидов нейтрофильных термофилов филума Euryarchaeota (табл. 2).

Таблица 2.  

Дифференцирующие признаки представителей Euryarchaeota и Crenarchaeota

Организмы (типовые штаммы) Г + Ц, мол. % Диапазон t, °C (оптимум, давление) Диапазон pH (оптимум) Диапазон NaCl, % (оптимум) Осмолиты Полярные липиды Акцепторы электронов Субстраты
Halarchaeum solikamskense DSM 26612 66.4 25–55 (45) 5–8.2 (7–7.5) 15–30 (20–22) K+ (Cl, Na+) PGP-Me, PG, S-GL, C20C20  археолы O2 ПЕП, АК, ЖК, УГЛ, глицерин
Halovivax asiaticus CECT 7098 60.3 25–45 (37) 6–9 (7–7.5) 15–26 (20) » PG, PGP-Me, GL (C20C20) » Лактоза, ксилоза, TRE, Glu, УК
Haloplanus natans DSM 17983 66.2 37–52 (40) 6.5–8 (7) 16–26 (18) » PGP-Me, PG, PGS, S-DGD » Глюкоза, рибоза, УК
Halopiger xanaduensis JCM 14033 63.1 28–45 (37) 6–10 (7.5–8) 15–30 (25) » PGP-Me, PG, S2-DGD » Глюкоза, галактоза, Glu, Asp, Ser, УК
Halosimplex carlbadense JCM 11222 64.4 22–50 (37–40) 7–8 (7.4) 20–30 (25) » PGP-Me, PG, S2-DGD, S-TeGD » ПИР; ПИР + глицерин; глицерин + УК
Haloferax chudinovii DSM 26526 64.0 23–51 (40–45) 5.5–8 (6.8–7) 7–27 (15–18) » PGP-Me, PG, S-DGD, DGD » УГЛ, ЖК, триптон, крахмал, глицерин
Halobacterium jilantaiense JCM 13558 64.2 22–55 (40) 5.5–8.5 (7–7.5) 16–31 (19–22) » PGP-Me, PG, PGS, S-TGD, S-TeGD O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - }$ ПЕП, ЖК, казеин, желатин
Haloterrigena saccharevitans JCM 12889 66.6 24–58 (42–45) 6.5–8.5 (7.5) >10 (18–20) » PG, PGP-Me, S2-DGD (C20C20, C20C25) O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$ ЖК, Arg, Orn, глицерин
Natrinema gari JCM 14663 65.4 20–60 (38–41) 5.5–8.5 (6–6.5) 10–30 (16–20) » » O2, DMSO Глюкоза, арабиноза, глицерин, желатин
Halobiforma nitratireducens JCM 10879 66.9 26–44 (36–41) 8–10.5 (8.5) 15–31 (21) » PG, PGP-Me, PL (нет GL) O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ DMSO, S0, ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$ Фруктоза, Ala, Arg, Orn, ПИР, крахмал, желатин
Thermoplasma acidophilum DSM 1728 46.0 45–63 (59) 0.5–4 (1–2) 0.1–4 (2) TRE С40:0С40:0, С40:2С40:1, С40:2+1С40:2 Ферментация, O2, S0, CO2 YE, ПЕП, Fe2+, некоторые УГЛ
Archaeoglobus fulgidus DSM 4304 46.0 64–92 (83, 0.1–50 МПа) 5.5–7.5 (6.5) 0–1 (0.1) αdiGP, DIP С20С20 ≈ С40:2С40:0 ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }},$${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ Cr6+, CO2 ЖК, ПЕП, УГЛ, H2
Ferroglobus placidus DSM 10642 43.0 65–95 (85) 6–8.5 (7) 0.5–4.5 (1.9) DIP С20С20 ≈ С40:2С40:0 археолы и кренархеолы ${\text{NO}}_{3}^{ - },$${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ CO2 Fe2+, S2, H2/CO2 + ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$
Geoglobus ahangari ATCC BAA-425 58.7 65–90 (88, 20 МПа) 5–7.6 (6.8–7) 0.9–3.8 (1.9) DIP, αdiGP » Fe3+, CO2 Fe3+-цитрат ЖК, АК, YE, H2, глицерин
Methanosaeta thermophila DSM 6194 53.5 30–70 (55–60) 5.5–8.4 (6.6) 0–0.5 (0.1) GB (βGln, αGlu) С20С20 (100%) (нет PG и PGP-Me) Ферментация (метаногенез) УК
Methanosarcina thermophila DSM 1825 42.0 35–55 (50–55) 5.5–8 (6–7) 0–3 (0.2) GB, εAcL (αGlu) С20С20 (72%) (нет PG и PGP-Me) » УК, MeAs, MeOH, MeOH + H2
Methanohalobium evestigatum DSM 3721 37.0 35–60 (40–55) 6–8.3 (7–7.5) 15–31 (25) αMG, GB, εAcL, βGln С20С25, С20С20 археолы » MeAs (MeOH)
Methanopyrus kandleri DSM 6324 60.8 84–110 (98, 0.1–50 МПа; 105, 20 МПа) 5.5–7 (6.5) 0.2–4 (2) Cyc-diPG, GB, αMG С40:1С40:0 (12%), С20С20 (68%) CO2 (метаногенез) H2
Thermococcus piezophilus ATCC TSD-33 51.1 60–95 (75, 50 МПа) 5.5–9 (6) 2–6 (3) αMG (αGlu) PL, GL (С20С20) Ферментация, S0 YE, ПЕП (АК, манноза)
Thermococcus barophilus DSM 11836 37.1 48–100 (85, 40 МПа; 95, 17 МПа) 4.5–9.5 (7) 1–4 (2–3) » С40:0С40:0 ≤ С20С20 » YE, ПЕП (ПИР)
Palaeococcus ferrophilus JCM 10246 53.5 60–88 (83, 30 МПа) 4–8 (6) 2–6 (3.5) » С40С40 (≥80%), С20С20 (≤20%) » YE, ПЕП + Fe2+, ПЕП + FeS2, Fe2S3
Pyrococcus yayanosii JCM 16557 51.6 80–108 (98, 52 МПа) 6–9.5 (7.5–8) 2.5–5.5 (3.5) TRE С20С20 > С40С40 » YE, ПЕП
Thermofilum pendens DSM 2475 57.4 70–95 (88, 0.1 МПа) 4–6.5 (5.5) 0–3 (1) » С20С20 < С40С40 кренархеолы » »
Pyrobaculum aerophilum DSM 7523 52.0 75–104 (100, 0.1 МПа) 5.8–9 (7) 0–3.6 (1.5) » С40:2С40:2, С40:2С40:1, С40:0С40:0  O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$${\text{NO}}_{2}^{ - },$ Fe3+, CO2  ПЕП, YE, УК, ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ H2
Metallosphaera sedula DSM 5348 44.6 50–80 (75, 0.1 МПа)  1–4.5 (2)  1–3.5 (2)  » С40:2С40:2 (26%), С40:2С40:1 (25%), С40:1С40:1 (23%)  O2, S0, CO2  ПЕП, YE, S0/O2, H2, FeS2, CdS, ZnS
Sulfolobus solfataricus DSM 1616 34.0 50–97 (87, 0.1 МПа)  3.5–5 (4.5) » » С40:2С40:2 (31%), С40:2+1С40:2 (27%), С40:3С40:3 (15%)  »  YE, H2,S0/O2
Staphylothermus marinus DSM 3639 35.0 65–98 (92, 0.1 МПа) 4.5–8.5 (7) » » Макроциклические С20С20 < С40:2С40:1 Ферментация, S0 YE, ПЕП
Acidilobus aceticus DSM 11585 53.8 60–92(85)  2–6 (3.8)  (≤1)  Н.д. С40:2+1С40:2 (46%), С40:2С40:2 (34%), С40:0С40:0 (20%) »  YE, крахмал + YE, мясной экстракт + S0
Pyrolobus fumarii DSM 11204 52.9 90–113 (106, 25 МПа) 4–6.5 (5.5) 1–4 (1.7) DIP, Сyc-diPG С40:2С40:2, С40:2С40:1  O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ Fe3+, ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ CO2  H2, формиат
Pyrodictium occultum DSM 2709 62.0 82–110 (105) 4.5–7.2 (6.5) 0.2–12 (2.5) DIP С40С40 < С20С25 S0, ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ CO2 H2
Hyperthermus butylicus DSM 5456 55.6 80–108 (95–107, 2 МПа) (7) 0–2.5 (1.7) » С40:2С40:1 и другие кренархеолы Ферментация, S0 ПЕП, казеин, ПЕП + H2
Pyrodictium abyssi DSM 6158 59.3 80–110 (97, 0.1 МПа) 4.7–7.1 (5.5) 0.7–4.2 (2) » С20С25 < С40С40 Ферментация, Fe3+, S0, ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$ ПЕП, казеин, YE + H2, УГЛ + H2

Примечание. Здесь и далее: “Н.д.” – нет данных; “»” – то же; PG – фосфатидилглицерин; DPG – дифосфатидилглицерин; PE – фосфатидилэтаноламин; PGP-Me – фосфтидилглицерометилфосфат; PGS – фосфатидилглицеросульфат; PL – фосфолипид; APL – аминофосфолипид; GL – гликолипид; PGL – фосфогликолипид; S-GL – сульфатированный гликолипид; DGD – дигликозилдиэфир; S-DGD – сульфатированный дигликозилдиэфир; S2-DGD – бис-сульфатированный гликолипид; TGD – тригликозилдиэфир; S-TGD – сульфатированный тригликозилдиэфир; S-TeGD – сульфатированный тетрагликозилдиэфир; εAcL – Nε-ацетил-β-лизин; GB – глицинбетаин; αGlu – α-глутамат; βGln – β-глутамин; αdiGP – α-диглицеринфосфат; DIP – ди-мезо-инозитфосфат; αMG – α-маннозилглицерат; Cyc-diPG – циклический дифосфоглицерат; TRE – трегалоза; ПЕП – пептиды; YE – дрожжевой экстракт; ЖК – жирные кислоты; АК – аминокислоты; NAГ – N-ацетилглюкозамин; УГЛ – углеводы; УК – уксусная кислота; ПИР – пируват; MeAs – метиламины; MeOH – метанол; EtOH – этанол; DMSO – диметилсульфоксид; археол – дифитанилглицерин диэфир; кренархеолы С40:XС40:Y – тетраэфиры с различным числом циклопентановых колец или С40:X + 1С40:Y плюс 1 циклогексановое кольцо.

Ацидофилия/ацидотолерантность являются характеристическими признаками и для многих культивируемых факультативно анаэробных термофильных кренархей порядка Sulfolobales (Huber, Prangishvili, 2006). В аэробных условиях они окисляют серу кислородом воздуха, а в анаэробных – восстанавливают серу водородом. Как большинство архей они устойчивы к антибиотикам. Их клеточная стенка окружена филигранным тетрагональным протеиновым S-слоем. Основными мембранными липидами у них являются кренархеольные тетраэфиры с различным числом циклопентановых колец (Metallosphaera sedula) или ГДГТ с четырьмя циклопентановыми и одной циклогексановой группами (Sulfolobus solfataricus) (Pearson et al., 2008).

Большинство представителей порядка Thermoproteales изолированы из наземных гидротерм. Лишь Pyrobaculum aerophilum был выделен из мелководной морской гидротермы, но пьезофильностью или пьезотолерантностью не обладает (Völkl et al., 1993). Он является факультативно анаэробным миксотрофом, денитрифицирующим нитрат- и железовосстанавливающим гипертермофильным нейтрофилом. Эффективно растет микроаэрофильно на пептидах и автотрофно с водородом или тиосульфатом, но его рост ингибируется элементной серой. Кренархеолы Py. aerophilum, подобно Thermoproteus spp., представлены ациклическими и циклическими тетраэфирами с различным числом циклопентановых колец. Наивысшую степень циклизации тетраэфиров (C40:2C40:2) проявляют аэробно растущие клетки. Их клеточная стенка содержит протеиновый S-слой, но со своеобразной гексагональной симметрией (его толщина 5 нм на расстоянии 30 нм от цитоплазматической мембраны).

Ацидотолерантные (рНопт 5.5–7) гипертермофилы (tопт 85–106°С) порядка Desulfurococcales были изолированы из горячих континентальных источников или мелководных высокотемпературных морских осадков и глубоководных гидротерм с глубин от 1400 до 3650 м (Huber, Stetter, 2006). Поэтому лишь некоторые из них обладают умеренной пьезофильностью. Метаболизм многочисленных родов этого порядка различается довольно существенно. При органотрофном росте в качестве доноров электронов они предпочитают использовать сбраживаемые субстраты (пептиды), а в качестве акцепторов электронов – S0 или ${{{\text{S}}}_{{\text{2}}}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ Fe3+. Облигатно автотрофный Pyrodictium occultum в качестве единственного источника энергии использует водород, а в качестве акцепторов электронов – CO2, S0 или ${{{\text{S}}}_{{\text{2}}}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}.$ Факультативно автотрофный Pyrolobus fumarii в качестве альтернативных акцепторов электронов может использовать CO2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ ${{{\text{S}}}_{{\text{2}}}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ Fe3+ и O2 в низких концентрациях (Blöchl et al., 1997). Он выделен из высокотемпературных гидротерм Срединно-Атлантического хребта с глубины 3650 м. Он рос в температурном диапазоне 90–113°С как пьезофил (tопт 106°С при 25 МПа, время генерации 1 ч). При водородзависимом хемолитоавтотрофном росте экспоненциально растущая культура выдерживала автоклавирование при 121°С в течение 1 ч.

Культивируемые представители филума Euryarchaeota объединены в 7 классов и 10 порядков. Виды класса Methanobacteria при метаногенезе восстанавливают CO2, в клеточной стенке содержат псевдомуреин, различаются наличием поверхностного протеинового S-слоя и составом липидов мембран. Класс Methanococci включает 3 порядка термофильных метаногенов (Methanococcales, Methanomicrobiales, Methanosarcinales), класс Methanopyri – лишь один род (Methanopyrus) гипертермофильных метаногенов. Другие эвриархеи 4-х классов и 4-х порядков существенно различаются как по физиологии, так и по метаболизму: Halobacteriales – аэробные, гетеротрофные, облигатно галофильные мезофилы; Thermoplasmatales – аэробные и факультативно анаэробные, облигатно ацидофильные, умеренные термофилы; Thermococcales – нейтрофильные ферментирующие, сапрофитные, серозависимые гипертермофильные пьезофилы; Archaeoglobales – нейтрофильные гипертермофилы, миксотрофные, использующие в энергетическом метаболизме разнообразные акцепторы электронов (CO2, Fe3+, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ ${{{\text{S}}}_{{\text{2}}}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$ и/или ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }}$).

Наиболее ацидофильными из всех известных микроорганизмов являются виды рода Picrophilus (P. oshimae, P. torridus) порядка Thermoplasmatales, способные расти в диапазоне рН 0–3.5 (рНопт 0.7 при tопт 60°С) (Schleper et al., 1995). В отличие от Thermoplasma spp., они представлены облигатно сапротрофными аэробами, имеют клеточную стенку с тетрагональным S-слоем и мембранные кренархеольные тетраэфиры без циклогексановых колец с различным числом циклопентановых колец (С40:0С40:0, С40:1С40:0, С40:2С40:1, С40:2С40:2, С40:3С40:2).

Единственным пьезофильным гипертермофилом среди многочисленных метаногенов является Methanopyrus kandleri, обитающий в глубоководных гидротермах и имеющий температурный оптимум развития 105°С при 20 МПа с верхним пределом 110°С (Kurr et al., 1991). Это облигатный хемолитоавтотроф, использующий H2/CO2 в качестве источников энергии и углерода. Мембранные липиды представлены преимущественно С20С20 археолами. Уникальная клеточная стенка состоит из псевдомуреина, содержащего глутамат, аланин, лизин, орнитин и N-ацетилгалактозамин, покрыта поверхностным детергент-чувствительным протеиновым слоем. По сравнению с термофильными метаногенами, имеет повышенное содержание Г + Ц в ДНК (60 мол. %) и особенно в 16S рРНК (>65 мол. %) на уровне типичных гипертермофилов (Kimura et al., 2006). Недавно с глубины 2450 м из гидротерм Центрально-Индийского хребта выделен новый штамм 116 Methanopyrus kandleri, обладающий способностью расти при более высокой температуре, чем типовой штамм: до 116°С при 0.4 МПа и до 122°С при 20 МПа (Takai et al., 2008). Кроме того, при пьезофильном росте нового изолята выявлено существенное обогащение СH4 тяжелым изотопом углерода. Изотопное фракционирование коррелировало также с концентрацией молекулярного водорода в среде. При обычных ростовых условиях метаногенез характеризовался типичным для гидрогенотрофoв облегченным изотопным составом углерода метаногенов (δ13С от –34 до –27‰). При сочетании высокой температуры и гидростатического давления (122°С, 40 МПа) показатель δ13С-CH4 понизился до –9.4‰. Обогащение СН4 тяжелым изотопом углерода (δ13С от –7 до –12‰) установлено и при его абиотическом термогенном синтезе в глубоководных условиях (McCollom, Seewald, 2007).

Многие гипертермофильные археи и некоторые бактерии способны сопрягать использование Н2 в качестве донора электронов, Fe(III) – в качестве акцептора и сохранять способность восстанавливать Fe(III) при росте на альтернативных акцепторах электронов. Высокая Fe(III)-редуктазная активность сначала была установлена у Pyrodictium abyssi, Pirococcus furiosus, Pyrobaculum islandicum и Thermotoga amaritima (Vargas et al., 1998). В аналогичных условиях гипертермофилия четко выражена у Pyrobaculum aerophilum (Völkl et al., 1993), Pyrolobus fumarii (Blöchl et al., 1997), Geoglobus ahangari (Kashefi et al., 2002b) и у анаэробной пресноводной δ-Proteobacteria Geothermobacterium ferrireducens (tопт 90°С, tмакс 110°С), использующей единственный источник энергии H2 и единственный акцептор электронов – Fe(III) (Kashefi et al., 2002a).

Археи мезофилы (анаэробные нейтрофильные метаногены с Г + Ц в ДНК 37–46 мол. % и аэробные алкалотолерантные галофилы с высоким Г + Ц в ДНК 60–67 мол. %) имеют большой по размеру геном 2.57–5.75 м.п.н., что накладывает ограничения на скорость их деления (Boone, 2001; Grant et al., 2001; Oren, Stetter, 2006). Большой геном у экстремофилов этой группы, по-видимому, отражает их способность аккумулировать эволюционно важные события, адаптивность за счет генотипических свойств, повышенный потенциал к видообразованию и стремление к “нормальным” температурным условиям. Напротив, археи термоацидофилы (с Г + Ц в ДНК 33–54 мол. %) и гипертермофилы (с вариабельным Г + Ц в ДНК 42–67 мол. %) обладают небольшим по размеру геномом: от 2.99 м.п.н. у Sulfolobus solfataricus до 1.55 м.п.н. у Picrophilus torridus (Fütterer et al., 2004) и до 0.49 м.п.н. у Nanoarchaeum equitants (Huber et al., 2002) – наноразмерного облигатного симбионта гипертермофилов Ignicoccus spp. Их редуцированные геномы соразмерны с маленькими геномами паразитических микроорганизмов, а также геномами митохондрий, плазмид и ДНК-вирусов. Малоразмерные геномы архей этой группы, вероятно, связаны общей эволюционной историей, обусловлены фенотипическими изменениями при адаптации к конкретным экстремальным условиям. Они принадлежат к различным культивируемым и некультивируемым таксономическим ветвям Crenarchaeota и Euryarchaeota, детектируются в географически удаленных экосистемах, но обладают высоким внутривидовым сходством нуклеотидных последовательностей 16S рРНК. В составе их мембранных липидов явно преобладают С40:XС40:Y кренархеольные тетраэфиры с различным числом (X, Y) циклопентановых колец или С40:X+1С40:Y с одним дополнительным циклогексановым кольцом (DeRosa et al., 1986; Prokofeva et al., 2000; Pearson et al., 2008). Напротив, мембранные липиды алкалотолерантных галофилов и нейтрофильных метаногенов филума Euryarchaeota, включая гипертермофилов Methanopyrus kandleri, представителей нейтрофильных гипертермофилов порядков Archaeoglobale и Thermococcales состоят в основном из С20С20 и С20С25 археольных дифитанилглицериновых диэфиров (Tenchov et al., 2006). Мембраны большинства экстремально галофильных Archaea (в отличие от метаногенов) характеризуются обилием (50–80 мол. %) фосфолипидов PGP-Me и PG, но низким содержанием гликолипидов. Наличие или отсутствие специфических полярных липидов мембран (типа PL, PGS, S-GL) является одним из ключевых таксономических признаков архей класса Halobacteria (Grant et al., 2001; Oren, Stetter, 2006).

Полагают, что весомый вклад в изменчивость Halobacteria на видовом и родовом уровне принадлежит генетической рекомбинации (Williams et al., 2012). Особенно активный обмен генами и существенное перераспределение генетического материала путем гомологичной рекомбинации установлено между родами Haloferax, Halogeometricum и Halorubrum, между Haloterrigena и Halopiger. Массивный горизонтальный перенос генов (ГПГ), вероятно, осуществлялся внутри филума Euryarchaeota сначала к галоархейному общему предку от хемолитоавтотрофных термофильных метаногенов, затем от ферментирующих метаногенов порядка Methanosarcinales (Nelson-Sathi et al., 2012). В свою очередь метаногены и Haloarchaea значительную часть генов приобрели через отдаленный ГПГ от бактерий, особенно от представителей филумов Actinobacteria и Proteobacteria при освоении новых экологических ниш.

У анаэробных (гипер)термофильных архей осморегуляторы (“совместимые осморегуляторы”, осмопротекторы, осмолиты) представлены разнообразными низкомолекулярными органическими соединениями (Roberts, 2005). У пьезофильных термофилов осмотическое давление среды сбалансировано за счет α-маннозилглицерата (αMG), α-диглицерофосфата (αdiGP) и циклического дифосфоглицерата (Cyc-diPG) (Santos, daCosta, 2002); у гипертермофилов – за счет ди-мезо-инозитфосфата (DIP) или дисахарида трегалозы (TRE); у умеренных термофилов – за счет глицинбетаина (GB) и Nε-ацетил-β-лизина (εAch). Эти гиперосмолиты, по-видимому, выполняют роль и термопротекторов. Синтез и накопление TRE в клетках происходит активно при росте на дрожжевом экстракте (YE), триптоне и некоторых других пептидах (ПЕП), а DIP – на H2 и ПЕП (Santos, daCosta, 2002; Roberts, 2005).

Аэробные умеренно термофильные экстремально галофильные археи в качестве осморегуляторов используют преимущественно катион K+, частично Na+ и Cl (Grant et al., 2001; Oren, Stetter, 2006). Высокая внутриклеточная концентрация K+ им необходима для стабилизации их рибосом, а Na+ – для целостности белковых компонентов их клеточной стенки. Мембраны галоархей обычно содержат розовые каротиноидные пигменты и хромпротеины бактериородопсин и/или галородопсин, обладающие способностью при дефиците растворенного O2 на свету создавать протонный градиент для обеспечения синтеза АТФ.

Следует отметить, что также у галофильных, термотолерантных, облигатно анаэробных, ферментирующих углеводы и ПЕП, нейтрофильных/алкалофильных Firmicutes класса “Clostridia” порядка Haloanaerobiales функцию осморегулятора выполняют исключительно катионы K+ (Oren, 1986; Mesbah, Wiegel, 2012). У них (как и у галоархей) солеустойчивые белки обогащены гидратированными остатками кислых аминокислот (глутаминовой и аспарагиновой). Они (в отличие от аэробных галоархей) имеют низкое содержание Г + Ц в ДНК (27–42 мол. %). Совершенная галоадаптация позволяет этим мезофильным/умеренно термофильным галоанаэробным бактериям развиваться в засоленных средах с большой скоростью (время генерации 0.7–7 ч).

В последние десятилетия, благодаря применению современных микробиологических и молекулярно-генетических методов, появились доказательства нахождения жизнеспособных клеток определенных микроорганизмов в солевых отложениях возраста 10–250 млн лет (Fish et al., 2002; Vreeland et al., 2002; Saralov et al., 2013). Американские исследователи из солевых минералов месторождения Саладо пермского периода (Карлсбад, шт. Нью-Мексико, США) выделили представителя нового рода и вида галоархей Halosimplex carlsbadense (Vreeland et al., 2002). Этот галофильный пигментированный изолят способен расти лишь на бедных средах с пируватом, с глицерином + (пируват или ацетат). В составе полярных липидов его мембран присутствуют фосфолипиды PGP-Me и PG, гликолипиды S2-DGD, S-TeGD и два новых неидентифицированных S-PL. Он уникален тем, что обладает тремя дивергентными 16S рРНК генами (обозначенными А, В и С). Гены А и В имеют удовлетворительное сходство в происхождении 97.7%, но А и С – лишь 93.8%, С и В – 92.2%.

Нами из монолитов пестрого сильвинита Верхнекамского месторождения калийных солей (г. Соликамск) изолировано три пигментированных штамма нового вида Haloferax chudinovii, названного в честь Н.К. Чудинова – пионера в обнаружении жизнеспособных микроорганизмов в древних солевых отложениях России (Saralov et al., 2013). Облигатные аэробы, хемоорганотрофы, в качестве источников углерода и энергии используют ряд углеводов, карбоновых кислот и глицерин. Полярные липиды мембран представлены PGP-Me, PG, S-DGD-1 и DGD-1. Отсутствие PGS и преобладание S-DGD-1 в составе гликолипидов является важным опознавательным признаком для видов рода Haloferax (Oren, Stetter, 2006). Пурпурные мембраны богаты каротиноидами бактериорубериновой серии с системой из 13 сопряженных двойных связей. Продукция С50-каротиноидов значительно усиливается при концентрации NaCl около нижней границы роста (70 г/л), но при высокой концентрации MgCl2 ⋅ 6H2O (110 г/л). Организм Hf. chudinovii представляется перспективным для производства С50-бактериоруберина.

Обнаружение микроорганизмов в древних кристаллических структурах льда и солевых минералах свидетельствует о принципиальной возможности явления сверхдлительного анабиоза, о сохранении жизнеспособности древнего поколения без деления в течение продолжительного временного периода.

АДАПТАЦИЯ ЭКСТРЕМОФИЛОВ К ВИРУСАМ

Механизмы горизонтального переноса генов обычно реализуются через вирусы-бактериофаги (трансдукция) или через плазмиды (конъюгация) между хромосомами или клетками, отличающимися друг от друга геномами. Многие ДНК-фаги обладают специфичностью использовать аппарат ДНК репликации архей, нарушать клеточный метаболизм и поражать их. Устойчивость клеток к бактериофагам и конъюгативным плазмидам – это одна из форм адаптивности у экстремофилов (Sheppard, Werner, 2017).

В постоянно холодных полярных регионах вирусы концентрируются преимущественно в молодых льдах, а бактерии – в водном столбе и донных отложениях. Фаги семейств Siphoviridae и Myoviridae обладают более резко выраженной адаптивностью к низким температурам (0–5°С), чем психрофильные бактерии родов Shewanella, Colwellia и Flavobacterium (5–15°С) (Borriss et al., 2003). Сравнительно подробно исследован криофильный бактериофаг 9А (Siphoviridae), поражающий облигатно психрофильных пьезофилов Colwellia psychrerythraea и C. demingiae (tмин – 6°С, tопт 8–10°С при 40 МПа) (Wells, Deming, 2006). Фаг 9А образует “бляшки” на сплошном бактериальном газоне даже при –10 и –13°С при гидростатическом давлении 0.1–20 МПа, но утрачивает эту способность при 40–60 МПа или повышенной солености. Специфичные к Colwellia spp. холодоустойчивые ферменты фага 9А обладают повышенной эффективностью при $ \ll $tопт хозяина (8–10°С). Поэтому при –1°С он может размножаться в 10 раз быстрее, чем при 8°С.

Прокариотические клетки для борьбы с вирусами и чужеродными плазмидами используют разнообразные защитные системы (Samson et al., 2013). Во-первых, для предотвращения контакта поверхности клетки с вирусными частицами формируют капсулы из экзополисахаридов и поверхностные протеиновые S-слои. Во-вторых, чтобы распознать чужеродную ДНК, модифицируют свои нуклеотиды, в частности, метилированием. Любая ДНК, не обладающая соответствующей модификацией, распознается как интервент и становится мишенью для неспецифических рестриктаз. В-третьих, в геномах большинства прокариот недавно открыта CRISPR-Cas система, обладающая гипотетической функцией противовирусного иммунитета (Barrangou et al., 2007; Grissa et al., 2007).

CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) – короткие палиндромные повторы, регулярно расположенные группами, найдены у 45% всех известных бактерий и 90% архей (Samson et al., 2013). Они состоят из “тела” кассеты, содержащей монотонно чередующиеся повторы (со средней длиной 32 п.н.) и спейсеры между ними (≈30 п.н.), примыкающих к лидерной последовательности АТ-типа (≈70–400 п.н.). Рядом с CRISPR-кассетами обычно расположены Cas-гены (CRISPR-associated), связанные с процессами различных перестроек ДНК. Повторы в одной кассете совпадают между собой по длине и последовательности нуклеотидов. Напротив, спейсеры в пределах кассеты, как правило, принципиально отличаются по последовательности нуклеотидов. Оказалось, что после заражения термофильной культуры Streptococcus thermophilus бактериофагом в CRISPR-кассетах выживших клонов рядом с лидерной последовательностью появлялись дополнительные спейсеры, комплементарные участкам генома заразившего вируса. При повторном заражении теми же бактериофагами все клоны с дополнительными спейсерами выживали (Grissa et al., 2007). Итак, вновь встроенный спейсер может полностью совпадать с участком фагового генома (протоспейсером) и обеспечивать надежную защиту клетке от данного вируса. Приобретенный противовирусный иммунитет адаптивен и передается по наследству. Число спейсеров в CRISPR-кассете может варьировать от двух до нескольких сотен, что фактически отражает историю взаимоотношений прокариотической клетки с инфицирующими ее бактериофагами (Barrangou et al., 2007; Grissa et al., 2007). В геномах может содержаться несколько CRIS-PR-кассет, в частности, в ДНК термофильной H2-метаноархеи Methanocaldococcus jannaschii обнаружено 18 кассет.

Наличие противовирусной CRISPR-Cas системы даже у гипертермофильных архей не гарантирует полную защиту от фага, например, от цитолиза клеток при участии бактериофагов. Исследовано интригующее взаимодействие между вирусом SSV9 семейства Fuselloviridae, специфичным к Sulfolobus spp., и ацидогипертермофильным штаммом Sulfolobus islandicus (Bautista et al., 2015). Активная CRISPR-Cas система штамма предотвращала продуктивную вирусную инфекцию. Однако фаг выживал (персистировал), индуцировал стазис – остановку роста культуры, переводил жизнеспособные клетки в состояние покоя или вызывал цитолиз – драматическое и быстрое разрушение клеток. Обилие различных типов покоящихся клеток было обнаружено во многих природных сообществах прокариот. Описанная крепкая связка взаимодействия фаг–хозяин расширяет наши представления о важной роли вирусов в экологии микроорганизмов.

ХАРАКТЕРИСТИЧЕСКИЕ ПРИЗНАКИ ПСИХРОФИЛОВ И ПСИХРОТРОФОВ

С помощью молекулярно-биологических методов in situ в холодных местообитаниях найдено большое количество разнообразных “некультивируемых” филотипов Archaea и Bacteria (Bowman et al., 2000a, 2000b; Karen et al., 2004). Методом флуоресцентной гибридизации изучена структура микробных сообществ в зимних пробах льдов Арктики (Аляска, США) в температурном диапазоне от –2 до –20°С (Karen et al., 2004). Представители домена Archaea во льдах сравнительно малочисленны, менее 3.4% от общего количества жизнеспособных клеток. В сообществе микроорганизмов явно преобладали представители Сytophaga-Flavobactaria-Bacteroides (CFB), 16–82% от Bacteria. Активные клетки (более 50%) были ассоциированы с поверхностью частиц детрита и жидкими межкристаллическими включениями рассолов. Большинство облигатно морских психрофилов из CFB группы принадлежат к классу “Flavobacteria”, в частности, к представителям родов Flavobacterum, Polaribacter и Maribacter (табл. 3). За прошедшее десятилетие из донных отложений и морских вод Арктики и Антарктики выделено и описано много новых родов психрофилов и психротрофов семейства Flavobacteriaceae: Bizionia, Gelidibacter, Gellisia, Lacinutrix, Subsaxibacter, Subsaximicrobium (Bowman et al., 2006), Pricia (Kämpfer et al., 2009) и Chryseobacterium (Bajerski et al., 2013). Характерной особенностью их клеточных жирных кислот является преобладание iC15:0 (5–50%), iC15:1 (4–23%), aiC15:0 (3–20%), aiC15:1 (1–18%) и iC17:0 (0–15%).

Таблица 3.  

Дифференцирующие признаки психрофилов и психротрофов доменов Bacteria и Archaea

Организмы (типовые штаммы) Г + Ц, мол. % Диапазон t, °C (оптимум) Диапазон pH (оптимум) Диапазон NaCl, % (оптимум) ЖК (%), полярные липиды Время генерации, ч Акцепторы электронов Субстраты Место отбора проб Специализация
Polaromonas vacuolata ATCC 51984 52.0 –1.5–10 (4) 6.5–9 (7) 0.2–6 (2) 16:1 (75), 16:0 (15), 18:1 (8) 28 O2 ПЕП, Glu, Ala, лактат, малат Морская вода подо льдом, Антарктика Облигатный психрофил, алкалотолерант
Methylobacter psychrophilus
VKM B2103
45.6 1–20 (4–10) 5.9–7.6 (6.7) Пресная вода PG, PE 16:1, 16:0 33 O2 CH4, MeOH Почва тундры, Полярный Урал, Россия Метанотроф, облигатный психрофил
Methylosphaera hansonii ACAM 549 44.8 0–20 (10–13) (7) Морская вода 16:1 (80), 16:0 (15) 19 O2 » Меромиктическое озеро, Антарктика »
Halomonas subglaciescola DSM 4683 61.7 –5–25 (10–15) 5–9 (7) 0.5–20 (8) 18:1 (57), 16:1 (31), 16:0 (12) Н.д. O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - }$ ПЕП, АК, лактат, сукцинат Гиперсоленое озеро, Антарктика Алкалотолерантный эвригалинный психрофил
Profundimonas piezophila ATCC BAA2591 44.6 2–14 (8) (7.1) (1.5) 18:1 (46), 16:1 (36), 16:0 (7) 41 O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$${\text{SO}}_{4}^{{2 - }}$ АК, лактат, формиат, цитрат, гексадекан Вода с 6000 м, впадина, Пуэрто-Рико Облигатный психрофил, пьезофил (8°С, 50 МПа)
Psychrobacter glacincola ACAM 483 43–44 –18–22 (14) (7) 0–12 (3) 18:1 (54), 16:1 (41) 4–5 O2 ЖК, АК Морской лед, Антарктика Галотолерантный психрофил
Paraglaciecola psychrophila JCM 13954 42.9 4–15 (12) 5–10 (6–9) 1–6 (2–3) PE, PG 16:1 (38), 16:0 (14), 18:1 (10) Н.д. O2 Галактоза, маннит, крахмал, TRE, Glu Морской лед, бассейн Канады и Гренландии, Арктика Облигатный психрофил, алкалотолерант
Glaciecola pallidula ACAM 615 40.3 –2–20 (10–15) (7) 1–3 (2) PE, PG 16:1 (54), 18:1 (13) Н.д. O2 ПИР, УК, лактат, Glu, глицерин Морской лед в заливе, Антарктика Морской психрофил
Colwelli hadaliensis BNL-1 45.7 0–14 (2–10) 5–9 (7.8) 1–6 (3–4) 16:1, 16:0, 22:6 7 Ферментация, O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ АК, хитин, глюкоза, ЖК Вода с 7410 м, впадина, Пуэрто-Рико Облигатный и психрофил, и пьезофил (10°С, 93 МПа)
Colwellia maris JCM 10085 39.4 0–22 (15) (7.5) 1–6.5 (3–4) 16:1 (51), 16:0 (25) 5.5 » Глюкоза, целлобиоза, крахмал, желатин Морской лед, побережье Японского моря, о. Хоккайдо Психрофил, пьезотолерант (15°С, 0.1–30 МПа)
Colwellia piezophila JCM 11831 39.1 4–15 (10) (7.1) (3) 16:1 (49), 16:0 (32) 5 » Глюкоза, мальтоза, ксилоза Осадки с 6278 м, Японская впадина Облигатный и психрофил, и пьезофил (10°С, 60 МПа)
Colwellia psychrerythraea ATTC 27364 35–40 –4–19 (8–9)  (7.2)  (2.8) 16:1 (45), 16:0 (28), 22:6 (8), 20:5 (1.5)  7 » Глюкоза, АК, ЖК, хитин, казеин, NAГ  Морской лед и осадки, Антарктика  Облигатный и психрофил, и пьезофил (8°С, 40 МПа)
Colwellia demingiae ACAM 459 37.0 –7–19 (10)  (7.2) Морская вода 16:1 (49), 16:0 (23), 22:6 (2)  3 » ЖК, АК, хитин, крахмал » Облигатный психрофил, пьезотолерант
Colwellia rosensis ACAM 608 38.0 –12–15 (10)  (7.2) » 16:1 (45), 16:0 (27), 22:6 (6)  3 » УГЛ, ЖК, АК, YE, хитин  » »
Moritella japonica JCM 10249 45.0 2–18 (10–15)  (7) » 16:1 (50), 16:0 (21), 14:0 (18), 22:6 (6)  3 » Глюкоза, фруктоза, глицерин, Lys  Осадки с 6356 м, Японская впадина  Облигатный и психрофил, и пьезофил (10°С, 50 МПа)
Moritella yayanosii JCM 10 263 44.6 2–15 (10)  (7) » 16:1 (53), 14:0 (15), 16:0 (13) 22:6 (9)  5 Ферментация, O2 Манноза, мальтоза, ксилоза Осадки с 108 98 м, Мариинская впадина Облигатный и психрофил, и пьезофил (10°С, 80 МПа)
Photobacterium profundum JCM 10 084 42.0 4–18 (8–12)  5.5–7.5 (6.5–7)  1–6 (3) 16:1 (32), i16:0 (15), 20:5 (13)  2.5 » Глюкоза, TRE, маннит, глицерин Осадки с 5110 м, Япония−Тайвань  Психрофил, пьезотолерант (10°С, 0.1–70 МПа)
Shewanella donghaensis JCM 12524 38.8 5–22 (17)  6.5–8.5 (7–7.5)  0.5–4 (2.5) 16:1 (19), 20:5 (17), 16:0 (16)  2.5 Ферментация, O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$  ПЕП, хитин, глицерин Осадки с 3300 м, Японское море Психрофил, пьезотолерант (17°С, 0.1–30 МПа)
Shewanella gelidimarina ACAM 456 48.0 –26–23 (15)  (7)  1–6 (1) 16:1 (27), 20:5 (16) PG, PE  7 O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - },$ Fe3+ ЖК, Glu, NAГ, хитин Морской лед, Антарктика Психрофил, пьезотолерант (15°С, 0.1–40 МПа)
Shewanella violacea JCM 10 179 47.0 4–15 (8)  (7) Морская вода 20:5 (27), 16:1 (25), i15:0 (14), 16:0 (11)  4 Ферментация, O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - }$ Глюкоза, галактоза, хитин, желатин Осадки с 5110 м, Япония–Тайвань Облигатный психрофил, пьезофил (8°С, 30 МПа)
Shewanella benthica ATCC 43 922 47.9 0–12 (4)  (7) » 16:1 (37), 14:0 (17), 16:0 (15), 20:5 (8)  3 » » Осадки с 4575 м, Южная Атлантика Облигатный психрофил, пьезофил (4°С, 40 МПа)
Shewanella hanedai ATCC 33 224 45.4 4–20 (14)  (7) » 16:0 (24), 16:1 (20), 20:5 (15), 14:0 (10)  7 » УГЛ, АК, ЖК, NAГ, хитин, желатин Морские осадки, Антарктика Психрофил, умеренный пьезофил (10°С, 20 МПа)
Psychromonas antarctica DSM 10 704 42.8 2–17 (15)  (6.5)  0.5–4 (3) 16:1 (58), 16:0 (24), 20:5 (1)  3 Ферментация, O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - }$ УГЛ, желатин, глицерин Осадки, шельфовый ледник, Антарктика Облигатный морской психрофил
Psychromonas kaikoae JCM 11 054 43.8 2–15 (10)  (7.1)  (3) 16:1 (54), 16:0 (15), 20:5 (2), 22:6 (2)  7  » УГЛ, желатин, глицерин Осадки с 7434 м, Японская впадина Облигатный и психрофил, и пьезофил (10°С, 50 МПа)
Desulfofaba gelida DSM 12 344 52.5 –1.8–10 (7) (7.1–7.6) (1.4–2.5) 15:0 (38), 15:1 (25), PE, PG  144 ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }},$  ${\text{SO}}_{3}^{{2 - }},$${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }}$ ЖК, спирты, Ala, Gly, пропионат Морские осадки, Арктика, Норвегия Облигатный психрофил, сульфатредуктор
Desulfofrigus oceanens DSM 12341 52.8 –1.8–16 (10) (7–7.5) (1.5–2.5) 16:1 (46), 18:1 (26), PE, PG  169  ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }},$  ${{{\text{S}}}_{2}}{\text{O}}_{3}^{{2 - }},$ Fe3+ ЖК, спирты, лактат, УК, формиат » »
Desulfotalea psychrophil DSM 12 343 46.8 –1.8–19 (10) (7.3–7.6) (1) 16:1 (81), PE, PG, DPG  27 » ЖК, Ala, Ser, EtOH, ПИР H2 + УК  »  »
Flavobacterium frigidarium ATCC 700 810 35.0 0–24 (15)  5.6–8.4 (7.5) 0–9 (0–1) 16:1 (44), ai15:0 (15), i15:0 (9)  7 O2 УГЛ, ксилан, ламинарин, триптон Морские осадки, Антарктика Психротроф, ламинаринолитик
Polaribacter irgensii ATCC 700 398 31.0 –1.5–12 (10) (7) » i15:0 (50), i15:1 (9) Н.д. Ферментация, O2 Малат, YE, УГЛ, глицерин Морская вода со льдом, Антарктика Облигатный морской психрофил
Polaribacter franzmannii ATCC 700 399 32.0 ≤4–10 (≤10) (7) » i15:0 (26), i15:1 (17) Н.д. » YE, УГЛ, глицерин Морской лед, Антарктика »
Maribacter antarcticus JCM 15 445 37.1 4–15 (10) 7–9 (8) 2–6 (3–4) i15:0 (18), i15:1 (17), i17:0 (15)  » Н.д. ПЕП, крахмал, Твин 40, 80 Альго-бактериальные маты, Антарктика »
Clostridium psychrophilum DSM 14 207 31.8 –6–10 (4) 5.5–7.5 (6.5–7) Пресная вода PE, PG 16:1 (57), 14:0 (20) 34 Ферментация УГЛ (TRE, манноза, сахароза) Альго-бактериальные маты, Антарктика Анаэробный облигатный психрофил
Acetobacterium paludosum DSM 8237 41.7 1–30 (20)  5–8 (7) » 16:0 (28), 18:1 (25), 16:1 (20)  5 Ферментация (ацетогенез) УГЛ, лактат, MeOH, H2/CO2, CO, формиат Осадки, низовое болото, Подмосковье, Россия Психротроф, гомоацетоген
Halorubrum lacusprofundi ACAM 34 65.8 1–42 (33)  (6.5–7.5)  9–31 (21) PG, PGS, S-DGD C20C20  7 O2 ЖК, УГЛ, EtOH Гиперсоленое Глубокое озеро, Антарктика Психротолерантный галофил
Methanolobus psychrophilus JCM 14 818 44.9 0–24 (18)  6–8 (7–7.2)  0.3–5 (1.5) C20C20 (100%) археолы  15 Ферментация (метаногенез) CH3OH, (CH3)3N Холодные влажные почвы, Тибет, Китай Психротроф, С1-метаноген
Methanococcoides burtonii DSM 6242 39.6 –2–28 (23)  6.8–8.2 (7.7)  1–3 (1.2) PGL, APL, PL, археолы, OH-археолы  24 » CH3OH, MAs, (CH3)3N + YE Гиполимнион Соленого озера, Антарктика »
Methanococcoides alaskense DSM 17 273 41.9 –2–30 (24)  6.3–7.5 (7.3)  1–4 (2) C20C20 археолы  28 » (CH3)3N Осадки с 65 м в морском заливе, Аляска, США »
Methanosarcina baltica DSM 14 042 Н.д. –22–27 (25)  5–8.5 (6.5–7.5)  1–4 (2) »  48 » CH3OH, MAs, УК Осадки с 241 м, впадина Готланд, Балтийское море Психротроф, С12-метаноген
Methanogenium frigidum DSM 16 458 Н.д. 0–18 (15)  6.3–8 (7.5–7.9)  0.5–5 (2–3.6) Н.д.  70 CO2 H2, формиат, H2 + УК  Гиполимнион Соленого озера, Антарктика Психрофил, H2-метаноген

Методом полимеразной цепной реакции исследованы фрагменты тотальной ДНК in situ бентосных сообществ меромиктических озер и морских фьордов восточной Антарктики (Bowman et al., 2000a). В сообществах преобладали (36.0% всех клонов) грамположительные филоптипы с низким Г + Ц в ДНК, включая представителей класса “Clostridia”, но не прослеживалось четкой связи с культивируемыми видами. Описано несколько психрофильных клостридий в Антарктических микробных матах с температурным оптимумом роста в диапазоне 4–16°С с временем удвоения 8–34 ч (Spring et al., 2003). Все штаммы ферментируют глюкозу, фруктозу, инулин и ксилозу, в составе клеточных жирных кислот содержат преимущественно С16:1 (52–64%) и С14:0 (17–29%).

Исследовано распределение 16S рРНК клонов среди бактериальных и архейных филогенетических групп в осадках трех гипергалинных Антарктических озер (Bowman et al., 2000b).Осадки Глубокого озера (глубина 36 м) характеризовались высокой соленостью (32%), низкой среднегодовой температурой (–15°С), рН 7.3–7.4 и аэробным режимом с Eh +360 мВ, доминированием представителями экстремально галофильных видов порядка Halobacteriales, примыкающих к психротолерантному Halorubrum lacusprofundi, выделенного из рассолов этого озера (табл. 3) (Franzmann et al., 1988). В осадках Organic Lake (глубина 7.5 м, соленость 21%, среднегодовая температура –7°С, рН 6.9–7, Eh +120 мВ) преобладали клоны порядка Cytophagales, α- и γ-Proteobacteria. В теплых анаэробных донных отложениях Ekho Lake естественной гелиотермальной природы с 2 мг/л H2S (глубина 40 м, соленость 15% у дна и 8% у поверхности, среднегодовая температура 15°С, Eh –160 мВ) явно доминировали клоны порядка Haloanaerobiales с низким Г + Ц в ДНК (33.4% клонов) и порядка Cytophagales. Ферментирующие галоанаэробы изолированы из различных засоленных теплых сред, но это первое сообщение об их массовом распространении в полярных регионах. Несмотря на наличие ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }},$ H2S и низкий окислительно-восстановительный потенциал в анаэробном гиполимнионе гелиотермального озера, сульфатвосстанавливающие бактерии в его грунтах практически не обнаруживались.

Психрофильные и психротрофные облигатно анаэробные, умеренно галофильные, нейтрофильные, сульфатвосстанавливающие Deltaproteobacteria удалось выделить из постоянно холодных Арктических морских иловых отложений (Свальбард, Норвегия) (Knoblauch et al., 1999). Для них исключительно важна роль температурного фактора, набор акцепторов и доноров электронов (табл. 3). Поэтому время удвоения у облигатно психрофильных видов Desulfotalea psychrophila, Desulfofaba gelida и Desulfofrigus oceanense (tопт 8–10°С) варьирует в очень широком диапазоне, от 27 до 169 ч. Психротрофные виды Desulfofrigus fragile и Desulfotalea arctica (tопт 18°С, tмакс 27°С), использующие в качестве акцепторов электронов исключительно ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }},$ а в качестве доноров электронов предпочтительно пируват, размножаются значительно быстрее (19–33 ч). Описанные изоляты существенно различаются и по составу клеточных жирных кислот: у наиболее психрофильного D. gelida преобладают С15:0 и С15:1, у психротрофного D. arctica – С16:1 (87%).

При дефиците ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }}$ в анаэробных грунтах доминирующим терминальным процессом деструкции органического вещества становится метаногенез. Важную роль в регуляции метаногенеза на уровне сообщества играет конкуренция между гомоацетатными бактериями и метаногенными археями. Метаногенез доминирует при низкотемпературном использовании метиламинов и H2 (ниже 15°С), а ацетогенез при низкотемпературном использовании хаотропов – метанола и фруктозы (табл. 3).

Все гомоацетатные бактерии, выделенные из низкотемпературных почв тундры, иловых осадков болот и таежных прудов-отстойников, принадлежат к психротрофным видам одного рода Acetobacterium без принципиальных филогенетических различий 16S рРНК генов с мезофильными видами (Kotsyurbenko et al., 1995; Simankova et al., 2000). Полагают, что адаптация к низкотемпературным условиям у психротрофных гомоацетогенов является следствием фенотипических изменений.

Аналогичное близкое филогенетическое родство с мезофильными видами имеют и психротрофные C1-метаногены родов Methonococcoides, Methanosarcina, Methanolobus (Franzmann et al., 1992; Singh et al., 2005; Zhang et al., 2008). Они обладают широким температурным интервалом роста и оптимумом, существенно превышающим температурные условия in situ. Впервые психрофильный H2-использующий метаноархей Methanogenium frigidum (tопт 15°С) был изолирован из постоянно холодного аноксичного гиполимниона Ace Lake (Антарктика) (Franzmann et al., 1997). Этот медленно растущий психрофильный вид (время удвоения 70 ч) является нейтрофилом и слабым галофилом, формирует единый кластер с мезофильным Methanogenium organophilum, но удаленный и от психротрофного кластера Methanococcoides/Methanosarcina, и от гипертермофильного кластера Methanopyrus kandleri/Methanococcus jannaschii (Cavicchioli et al., 2000). Эти особенности в адаптивности психрофильных, психротрофных и гипертермофильных представителей Euryarchaeota связывают в основном с различиями в составе и строении ферментов теплового и холодового шока, мембранных фосфолипидов и температурных оптимумов полимеразной активности.

Среди Betaproteobacteria известно небольшое число культивируемых психрофильных видов (Irgens et al., 1996; Madigan et al., 2000; Shen et al., 2015). По морфо-физиологическим, хемотаксономическим и генотипическим признакам они представляют довольно гетерогенный субфилум. У них в широком диапазоне варьируют содержание Г + Ц в ДНК (52–69 мол. %) и время удвоения численности клеток (20–72 ч), в жирнокислотном профиле обычно преобладает С16:1 (40–75% в сумме ЖК). Облигатно психрофильная Polaromonas vacuolata, изолированная из арктических морских вод, является облигатно аэробным гетеротрофом (табл. 3) (Irgens et al., 1996). В отличие от пигментированных штаммов с низким Г + Ц в ДНК (31 мол. %), на агаре формирует белые колонии палочковидных клеток с крупными газовыми вакуолями. Умеренно психрофильная пурпурная несерная бактерия Rhodoferax antarcticus (tопт 15–18°С, tмакс 25°C), изолированная из антарктических микробиальных матов, содержит бактериохлорофилл а (Madigan et al., 2000). При аноксигенном фотогетеротрофном росте время удвоения составляет 20 ч при 15°С, но 245 ч – при 0°С и 60 ч – при 25°С. Другая умеренно психрофильная нитратвосстанавливающая β-Proteobacteria Massilia eurypsychrophila (tопт 10°С, tмакс 25°C), изолированная из морских льдов, в качестве основных полярных липидов синтезирует DPG, PE, PG и ряд неизвестных фосфолипидов (Shen et al., 2015). Многие представители класса Betaproteobacteria являются мезофильными железоокисляющими аэробами, широко распространенными в пресноводных экосистемах, но не были обнаружены в холодных железистых осадках Тихого океана (Irgens et al., 1996; Madigan et al., 2000; Shen et al., 2015).

Среди культивируемых облигатных психрофилов, циркулирующих в холодных почвах, льдах, морских осадках и водах полярных регионов, явно преобладают представители класса Gammaproteobacteria. Несколько психрофильных видов обнаружено среди уникальной специализированной группы нейтрофильных метанотрофных бактерий семейства Methylococcaceae, в частности, Methylosphaera hansonii из хемоклина антарктического Ace Lake (Bowman et al., 1997a); семейства Moraxellaceae галотолерантный Psychrobacter glacincola из антарктического морского льда (Bowman et al., 1997b); порядка Oceanospirillales семейства Halomonadaceae гало- и алкалотолерантный полиэкстремофил Halomonassub glaciescola (Franzmann et al., 1987); семейства Oceanospirillaceae пьезофильный Profundimonas piezophila c глубины 6000 м впадины Пуэрто-Рико (Cao et al., 2014) и семейства Vibrionaceae пьезотолерантный Photobacterium profundum из осадков с глубины 5110 м Японского моря (Nogi et al., 1998). P. piezophila растет в диапазоне гидростатического давления 20–70 МПа, оптимально на богатых питательных средах при 8°С и 50 МПа, но с низкой скоростью: время генерации более 41 ч. Этот факультативно анаэробный гетеротроф, кроме ЖК и АК, способен утилизировать гексадекан и некоторые другие углеводороды, в качестве альтернативных акцепторов электронов может использовать O2, ${\text{NO}}_{3}^{ - }$ и ${\text{SO}}_{4}^{{2 - }}.$ В составе клеточных жирных кислот (как у Halomonas и Psychrobacter) преобладают мононенасыщенные С18:1 и С16:1. Photobacterium profundum быстро растет (время генерации 2–3 ч) при окислении и ферментации углеводов и глицерина в диапазоне гидростатического давления 0.1–70 МПа (несколько активнее при 10 МПа и 10°С). От многочисленных родственных видов (оптимумы их роста при 0.1 МПа, 18–26°С) он отличается своеобразием состава ЖК: С16:1 (32%), iС16:0 (15%), С20:5 (13%), С16:0 (9%) и С18:1 (9%). Причем при tопт 10°С с повышением гидростатического давления от 0.1 до 50 МПа в составе ЖК увеличивается содержание С20:5 и снижается С16:1.

Наибольшее количество культивируемых психрофильных видов детектировано в составе различных родов семейства Alteromonadaceae: Colwellia, Shewanella, Moritella, Psychromonas, Marinobacter, Glaciecola, Paraglaciecola. Из арктических и антарктических морских осадков, льдов, интерфазы лед/морская вода была изолирована группа видов рода Glaciecola, различающихся по составу используемых субстратов. Сначала они были охарактеризованы на основе полифазной таксономии. Затем их таксономический статус был пересмотрен и уточнен путем сравнения последовательностей 16S рРНК, фермента гиразы GyrB, списка характерных специфических сигнатур и по уровню ДНК–ДНК-гибридизации (Shivaji, Reddy, 2014). Установлено расщепление эволюционной линии при кладогенезе, в результате которого сформировались два рода: Glaciecola (3 вида из антарктических морских льдов G. pallidula, G. nitratireducens, G. puniceae) и Paraglaciecola (8 преимущественно арктических видов P. arctica, P. psychrophila, P. aquimarina, P. mesophila, P. polaris, P. oceanifecundans, P. chathamensis, P. agarilytica).

Бактериальное сообщество холодных осадков и вод глубоководной зоны представлено преимущественно быстро растущими (время генерации 3–7 ч) психрофильными пьезофилами родов Colwellia, Moritella, Shewanella и Psychromonas (табл. 3). Характерной особенностью глубоководных видов Shewanella и Psychromonas является наличие в составе клеточных жирных кислот полиненасыщенной С20:5 (1–27%) (Nogi, Kato, 1999; Fang et al., 2003), видов Colwellia и Moritella – С22:6 (1–12%) (Bowman et al., 1998; Nogi et al., 2004). Продукция ЖК была наибольшей (24–27 мг/г сухой массы клеток) у пьезотолерантных и умеренно пьезофильных психрофилов при гидростатическом давлении 10–50 МПа, но низкой (2–3 мг/г) у гиперпьезофилов при 85–100 МПа (Fang et al., 2003; Fang et al., 2010). При этом психропьезофилам свойственно обилие ненасыщенных ЖК (62–78% в сумме ЖК), включая полиненасыщенные ЖК. Полагают, что биосинтез полиненасыщенных С20:5 и С22:6 регулируется через образование и десатурацию ди- и триненасыщенных С18:2 и С18:3.

Синхронное действие температуры, солености и гидростатического давления рассмотрено на примере штаммов Halomonas (H. meridiana, H. hydrotermalis), изолированных из низкотемпературных гидротермальных флюидов Гавайского архипелага с глубины 2580 м с температурой 9°С (Kaye, Baross, 2004). Эти психро-, гало- и пьезотолерантные штаммы растут наиболее быстро (время генерации 2–4 ч) при 30°С, 4% NaCl и 0.1 МПа, в составе клеточных ЖК содержат в основном С18:1 (67%), С16:0 (18%) и С16:1 (12%). При 30°С, но при повышении давления до 45 МПа и общей солености до 11% они увеличивают содержание С18:1 до 77%, но понижают С16:0 до 10% и С16:1 до 8%. При 2°С штаммы лучше растут при сочетании 0.1 МПа и 11% солей. Кроме того, небольшой локальный пик роста отмечен при 2°С, 20–30 МПа и 17% солей.

Скорость репродукции в зависимости от температуры и давления (tP) исследована у пьезофильных морских бактерий, изолированных из холодных придонных вод Тихого океана с глубин от 1957 до 10 476 м с температурой 2–4°С (Yayanos, 1986). На глубинах до 2000 м распространены слабо барофильные и небарофильные, психрофильные и психротрофные бактерии. На средних океанических глубинах ≈3800 м доминируют пьезофильные бактерии (Pопт 30–50 МПа), причем преимущественно облигатные психрофилы с минимальными значениями tопт 4–10°С, обладающие повышенной скоростью роста (время генерации 3–7 ч). На глубинах 6000–10 000 м распространены облигатные пьезофилы (Pопт 60–100 МПа), обладающие потенциальной возможностью размножаться даже при 130 МПа, но утратившие способность к репродукции при низких давлениях 0.1–20 МПа. Полагают, что водные массы, циркулирующие на больших глубинах полярных регионов Арктики и Антарктики, являются естественной кладовой пьезофилов и обеспечивают их распространение по пьезосфере Тихого океана. Этот вывод основан на результатах анализа филогении и структуры 16S рРНК пьезофилов различных географических регионов (Lauro et al., 2007). В частности, обнаружено закономерное увеличение длины определенных петель в генах 16S рРНК глубоководных штаммов γ-Proteobacteria. Удлинение спиралей в генах 16S рРНК улучшает функцию рибосом в глубоководных морских условиях. Тем самым, особенности структуры и функции генов 16S рРНК психрофильных пьезофилов отражают одновременно их филогению и адаптогенез.

В антарктических озерах психрофильные Gammaproteobacteria доминируют среди продуцентов антифризовых протеинов (АФП), обладающих способностью понижать точку замерзания водных растворов, модифицировать кристаллические структуры льда и препятствовать его рекристаллизации (Gilbert et al., 2004). Активные АФП обнаружены у 8 изолятов, у которых последовательности 16S рРНК достигали почти 100% сходства с Marinomonas protea (семейство Oceanospirillaceae), у 2 изолятов – с Pseudoalteromonas sp. (Alteromonadaceae), у отдельных изолятов – с Psychrobacter sp. (Moraxellaceae) и Halomonas sp. (Halomonadaceae). В пресноводных изолятах АФП не были найдены. Недавно открыты два класса новых активных АФП: умеренные АФП с молекулярным весом 3–7 кДа из приполярных рыб и гиперактивные с молекулярным весом 58 кДа, в частности, из антарктической Marinomonas primoryensis (Oceanospirillaceae) (Scotter et al., 2006). Бактериальные АФП в 10–100 раз активнее, чем АФП из рыб. При неравновесной температуре ниже точки замерзания водных растворов в “холодных ловушках” могут мгновенно формироваться ледяные кристаллы: с АФП из рыб – бипирамидальные (веретеновидные), с АФП из M. primoryensis – гексагональные. Очищенные капсульные антифризовые экзогликопротеины Colwellia psychrerythraea 34H с криопротекторной функцией дополнительно содержат 4 амина (сахаров и уроновой кислоты) (Carillo et al., 2015). Активность аминопептидазных АФП из C. psychrerythraea 34H эффективно ингибируется комплексообразующим ЭДТА, ZnCl2 и MnCl2, но стимулируется хаотропными солями CaCl2 и особенно MgCl2 (Huston et al., 2004).

Облигатно психрофильный пьезофил C. psychrerythraea 34H утилизирует широкий спектр органических субстратов, включая высокомолекулярные полимеры биологического происхождения с помощью экзоферментов, в частности, казеин, хитин и его производное N-ацетилглюкозамин (NAГ) (Huston et al., 2000). Их протеазы, хитиназы и хитобиазы активны при низких температурах ≈2°С и детектированы в пробах морского, материкового и подземного льда. Из глубоководных осадков и льдов было выделено несколько психрофилов, разлагающих белки, полипептиды, казеин, хитин, крахмал, желатин, ксилан, ламинарин и углеводороды. Среди них виды Colwellia, Schewanella, Paraglaciecola, Profundimonas, Polaromonas, Psychromonas, Maribacter и Flavobacterium (табл. 3). Гидролитические ферменты психрофилов (по сравнению с таковыми мезофилов) обладают повышенной конформационной гибкостью макромолекулярных структур, но пониженной стабильностью. Среди специфических структурных особенностей психрофильных ферментов отмечают повышенное содержание остатков гидрофобных аминокислот на их поверхности, экстремально слабую стабилизацию ионами кальция, низкое содержание остатков аргинина, которые способствуют нежелательному формированию солевых мостков и водородных связей, амино-ароматических взаимодействий. При низкой температуре в активность смеси ферментов вносят вклад все ферменты, тогда как при повышенной температуре активность смеси ферментов определяется наиболее термостабильными.

Продукция и состав экзополисахаридов (ЭПС) были изучены у двух штаммов рода Pseudoalteromonas, изолированных из морского льда Южного океана (Mancuso Nichols et al., 2004). Продукция ЭПС была примерно одинаковой при –2–10°С, но в 30 раз выше, чем при 20°С. Полианионные ЭПС состоят из нейтральных сахаров (50–74%), уроновых кислот (22–25%), сульфатов (5%) и протеинов (2–3%). Подобный состав имеют и нативные ЭПС модельной морской психрофильной бактерии C. psychrerythraea 34H, имеющей tопт 8°С, при 40 МПа, оптимальную соленость 30–50‰ (Marx et al., 2009). Продукция ЭПС в диапазоне от –4 до 10°С в растущей культуре на среде с глюкозой в течение 4 сут сохранялась на одинаковом уровне, но в диапазоне от –8 до –14°С при остановке роста повышалась драматически: через 30 сут она увеличилась в 8–12 раз. Также в интервале от –1 до 8°С и низком давлении 0.1–20 МПа продукция ЭПС поддерживалась на сравнительно низком уровне, но повысилась в 5 раз при резком замедлении роста при –1°С и высоком давлении 40–60 МПа. Пятикратное усиление продукции ЭПС отмечено также в отсутствие роста в стационарной фазе в пресной среде при солености ≤10‰ и –1.1°С. Таким образом, определенные экстремальные условия при замедлении и прекращении роста C. psychrerythraea 34H стимулируют продукцию ЭПС при индуцибельных процессах вторичного метаболизма. Продукцию ЭПС в морских льдах с участием диатомовых водорослей и психрофильных бактерий считают одним из ключевых адаптивных ответов на понижение температуры ≤–1°С. ЭПС влияют на микроструктуру и физико-химические свойства льда, смягчают прямое воздействие солености, гидростатического давления и ультрафиолетовой радиации на клетки, блокируют вирусную атаку (Ewert, Deming, 2013).

Адаптивность психротрофов (tопт ≤ 25°С), психрофилов (tопт ≤ 15°С) и облигатных психрофилов (tопт ≤ 10°С) в значительной степени обусловлена их способностью синтезировать специфичные белки холодового шока – БХШ (CSP – Cold shok protein) и белки, индуцируемые холодом – БИХ (CIP – Cold inducible protein) (Ermolenko, Makhatadze, 2002; Bakermans et al., 2007). Их активность в холодной нейтральной среде (рНопт 6.5–7.5) достигается прежде всего за счет снижения энергии активации. Они влияют на энергетические процессы и метаболизм клетки, на синтез протеинов и рибосомальную трансляцию, на текучесть клеточных мембран и активный транспорт, в частности, на перенос ионов железа через мембрану для усиления роста Psychrobacter cryohalolentis K5 при –4°С. Продукция БХШ и БИХ в ответ на холодовой стресс существенно повышается в поздней фазе экспоненциального роста. Маленькие гомологичные БХШ (65–70 аминокислотных остатков) найдены в холодных экосистемах у психрофильных и мезофильных бактерий различных таксономических групп, но не обнаружены у патогенов, термофильных и гипертермофильных архей.

Количество генов БХШ в геномах психрофилов и психротрофов широко варьирует: 12 у Psychromonas ingrahamii, 8 – у Photobacterium profundum, 6 – у Shewanella violaceae, 4 – у Colwellia psycherythreae 34H, по 3 – у Halorubrum lacusprofundi, Methanococcoides burtonii и 1 – у Flavobacterium psychrophilum (Siddiqui et al., 2013). Причем эти морские психрофильные микроорганизмы имеют низкое значение Г + Ц в ДНК 37–48 мол. % и большой по размеру геном 2.58–6.40 м.п.н.: величиной 6.40 м.п.н. у Ph. profundum, 5.37 м.п.н. – у C. psychrerythreae 34H, 4.96 м.п.н. – у S. violaceae, 4.56 м.п.н. – у Ps. ingrahamii, 2.86 м.п.н. – у F. psychrophilum и 2.58 м.п.н. – у M. burtonii. Следовательно, крупноразмерные геномы с большим количеством генов БХШ отражают их адаптивность за счет генотипических свойств и повышенный потенциал к видообразованию.

Анализ лимитирующих физико-химических условий обитания полиэкстремофилов в условиях холода на Земле позволяет предполагать существование жизни и на других космических объектах Вселенной (Siddiqui et al., 2013; Martin, McMinn, 2017). В пределах Солнечной системы теоретически не исключена криожизнь прежде всего на Марсе, Европе (спутнике Юпитера) и Энцеладусе (спутнике Сатурна). В атмосфере Европы и Энцеладуса (температура от –171 до –198°С) предположительно содержатся пары воды, O2, N2, CO2 и CH4, а под ледяной оболочкой находятся подповерхностные соленые океаны. Учитывая сложные связи энергии, материи и системной информации, криожизнь там могла зарождаться наиболее вероятно на основе генетического кода, подобного земному, но криобиологические процессы происхождения и эволюции гипотетических прокариотических клеток могли осуществляться иными путями.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В представленном обзоре рассмотрены достижения последних десятилетий в исследовании адаптивности культивируемых моно- и полиэкстремофилов. Особое внимание уделено изучению их способности к адаптации при наложении одновременно нескольких физико-химических параметров внешней среды, в частности, у пьезофильных психрофилов и (гипер)термофилов.

Отмечено, что психрофильные гетеротрофные бактерии в ответ на сублетальное понижение температуры аккумулируют хаотропные вещества (глицерин, фруктозу, MgCl2, CaCl2), повышают конформационную гибкость макромолекул и содержание ненасыщенных жирных кислот, синтезируют мембран-ассоциируемые гликопротеины, антифризовые протеины и группу белков общего стрессового ответа. Показано, что адаптивность психрофилов и психротрофов в значительной степени обусловлена их способностью синтезировать в фазе экспоненциального роста специфичные белки холодового шока и белки, индуцируемые холодом. Во льдах при прекращении роста они включают процессы вторичного метаболизма, начинают активно синтезировать экзополисахариды. ЭПС вызывают изменение микроструктуры и физико-химических свойств льда, блокируют вирусную атаку, смягчают негативное воздействие гидростатического давления, солености и ультрафиолета на клетки. Морские психрофилы имеют большой по размеру геном 2.58–6.40 м.п.н.. Количество генов БХШ в их геномах широко варьирует, от 12 у Psychromonas ingrahamii до 1 у Flavobacterium psychrophilum. Эти показатели, вероятно, отражают их адаптивность за счет генотипических свойств и повышенный потенциал к видообразованию.

Напротив, археи термоацидофилы и гипертермофилы имеют небольшой по размеру геном 0.49–2.99 м.п.н., соразмерный с маленькими геномами паразитических микроорганизмов, митохондрий, плазмид и ДНК-вирусов. Они обладают высоким внутривидовым сходством нуклеотидных последовательностей 16S рРНК. Малоразмерные редуцированные геномы этой группы архей, по-видимому, связаны общей эволюционной историей, обусловлены фенотипическими изменениями при адаптации к определенным экстремальным экосистемам. Их осмопротекторы представлены разнообразными органическими соединениями (TRE, DIP, αMG, αdiGP, Cyc-diPG, εAch). Эти гиперосмолиты, возможно, выполняют роль и термопротекторов. В составе их мембранных липидов преобладают С40:ХС40:Y тетраэфиры с различным числом (X, Y) циклопентановых колец. Тогда как мембранные липиды алкалотолерантных галофилов и нейтрофильных метаногенов филума Euryarchaeota с большим по размеру геномом 2.57–5.75 м.п.н. состоят в основном из С20С20 археольных дифитанилглицериновых диэфиров.

Рассмотрена адаптация экстремофилов к вирусам, описана CRISPR-Cas система, обладающая гипотетической функцией противовирусного иммунитета. Отмечено широкое распространение вирионов в наземных и морских экосистемах, особенно в районах океанических гидротерм и в морских льдах полярных регионов.

Дальнейшие экофизиологические исследования экстремофилов перспективны для решения актуальных проблем происхождения и эволюции живой клетки, для практического использования активных ферментов полиэкстремофилов, для геомикробиологии, криобиологии и астробиологии.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Работа выполнена в рамках государственного задания, номер госрегистрации темы 01201353247.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит каких-либо материалов исследований с использованием животных в качестве объектов.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Автор заявляет, что нет конфликта интересов.

Список литературы

  1. Bajerski F., Ganzert L., Mangelsdorf K., Padur L., Lipski A., Wagner D. Chryseobacterium frigidisoli sp. nov., a psychrotolerant species of the family Flavobacteriaceae isolated from sandy permafrost from a glacier forefield // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013. V. 63. P. 2666–2671.

  2. Bakermans C., Tollaksen S.L., Giometti C.S., Wilkerson C., Tiedje J.M., Thomashow M.F. Proteomic analysis of Psychrobacter cryohalolentis K5 during growth at subzero temperatures // Extremophiles. 2007. V. 11. P. 343–354.

  3. Barrangou R., Fremaux C., Deveau H., Richards M., Boyaval P., Moineau S., Romero D.A., Horvath P. CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes // Science. 2007. V. 315. № 5819. P. 1709–1712.

  4. Bautista M.A., Zhang C., Whitaker R.J. Virus-induced dormancy in the archaeon Sulfolobus islandicus // MBio. 2015. V. 6. e02565-14.

  5. Blöchl E., Rachel R., Burggraf S., Hafenbradl D., Jannasch H.W., Stetter K.O. Pyrolobus fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of archaea, extending the upper temperature limit for life to 113°C // Extremophiles. 1997. V. 1. P. 14–21.

  6. Boone D.R. Class I. Methanobacteria// Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, 2nd ed. / Eds. Boone D.R., Castenholz R.W., Garrity G.M. New York: Springer, 2001. V. 1. P. 213–235.

  7. Borriss M., Helmke E., Hanschke R., Schweder T. Isolation and characterization of marine psychrophilic phage-host systems from Arctic sea ice // Extremophiles. 2003. V. 7. P. 377–384.

  8. Bowman J.P., McCammon S.A., Skerratt J.H. Methylosphaera hansonii gen. nov., sp. nov., a psychrophilic, group I methanotroph from Antarctic marine-salinity, meromictic lakes // Microbiology (SGM). 1997a. V. 143. P. 1451–1459.

  9. Bowman J.P., Nichols D.S. Novel members of the family Flavobacteriaceae from Antarctic maritime habitats including Subsaximicrobium wynnwilliamsii gen. nov., sp. nov., Subsaximicrobium saxinquilinus sp. nov., Subsaxibacter broadyi gen. nov., sp. nov., Lacinutrix copepodicola gen. nov., sp. nov., and novel species of the genera Bizionia, Gelidibacter and Gillisia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1471–1486.

  10. Bowman J.P., Nichols D.S., McMeekin T.A. Psychrobacter glacincola sp. nov., a halotolerant, psychrophilic bacterium isolated from Antarctic sea ice // Syst. Appl. Microbiol. 1997b. V. 20. P. 209–215.

  11. Bowman J.P., Rea S.M., McCammon S.A., McMeekin T.A. Diversity and community structure within anoxic sediment from marine salinity meromictic lakes and a coastal meromictic marine basin, Vestfold Hilds, Eastern Antarctica // Environ. Microbiol. 2000a. V. 2. P. 227–237.

  12. Bowman J.P., McCammon S.A., Rea S.M., McMeekin T.A. The microbial composition of three limnologically disparate hypersaline Antarctic lakes // FEMS Microbiol. Lett. 2000b. V. 183. P. 81–88.

  13. Bowman J.P., Gosink J.J., McCammon S.A., Lewis T.E., Nichols D.S., Nichols P.D., Skerratt J.H., Staley J.T., McMeekin T.A. Colwellia demingiae sp. nov., Colwellia hornerae sp. nov., Colwellia rossensis sp. nov. and Colwellia psychrotropica sp. nov.: psychrophilic Antarctic species with the ability to synthesize docosahexaenoic acid (22:6ω3) // Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 1171–1180.

  14. Brochier-Armanet C., Boussau B., Gribaldo S., Forterre P. Mesophilic Crenarchaeota: proposal for a third archaeal phylum, the Thaumarchaeota // Nat. Rev. Microbiol. 2008. V. 6. P. 245–252.

  15. Cao Y., Chastain R.A., Eloe E.A., Nogi Y., Kato C., Bartlett D.H. Novel psychropiezophilic Oceanospirillales species Profundimonas piezophila gen. nov., sp. nov., isolated from the deep-sea environment of the Puerto Rico trench // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 54–60.

  16. Carillo S., Casillo A., Pieretti G., Parrilli E., Sannino F., Bayer-Giraldi M., Cosconati S., Novellino E., Ewert M., Deming J.W., Lanzetta R., Marino G., Parrilli M., Randazzo A., Tutino M.L., Corsaro M.M. A unique capsular polysaccharide structure from the psychrophilic marine bacterium Colwellia psychrerythraea 34H that mimics antifreeze (glyco)proteins // J. Am. Chem. Soc. 2015. V. 137. P. 179–189.

  17. Cavicchioli R., Thomas T., Curmi P.M. Cold stress response in Archaea // Extremophiles. 2000. V. 4. P. 321–331.

  18. Cowan D. A., Ramond J.B., Makhalanyane T.P., De Maayer P. Metagenomics of extreme environments // Curr. Opin. Microbiol. 2015. V. 25. P. 97–102.

  19. De la Torre J.R., Walker C.B., IngallsA.E., Konneke M., Stahl D.A. Cultivation of a thermophilic ammonia oxidizing archaeon synthesizing crenarchaeol // Environ. Microbiol. 2008. V. 10. P. 810–818.

  20. De Rosa M., Gambacorta A., Gliozzi A. Structure, biosynthesis, and physicochemical properties of archaebacterial lipids // Microbiol. Rev. 1986. V. 50. P. 70–80.

  21. Ermolenko D.N., Makhatadze G.I. Bacterial cold-shock proteins // Cell. Mol. Life Sci. 2002. V. 59. P. 1902–1913.

  22. Ewert M., Deming J.W. Sea ice microorganisms: environmental constraints and extracellular responses // Biology (Basel). 2013. V. 2. P. 603–628.

  23. Fang J., Chan O., Kato C., Sato T., Peeples T., Niggemeyer K. Phospholipid FA of piezophilic bacteria from the deep sea // Lipids. 2003. V. 38. P. 885–887.

  24. Fang J., Zhang L., Bazylinski D.A. Deep-sea piezosphere and piezophiles: geomicrobiology and biogeochemistry // Trends Microbiol. 2010. V. 18. P. 413–422.

  25. Fish S.A., Shepherd T.J., McGenity T.J., Grant W.D. Recovery of 16S ribosomal RNA gene fragments from ancient halite // Nature. 2002. V. 417. P. 432–436.

  26. Franzmann P.D., Burton H.R., McMeekin T.A. Halomonas subglaciescola, a new species of halotolerant bacteria isolated from Antarctica // Int. J. Syst. Bacteriol. 1987. V. 37. P. 27–34.

  27. Franzmann P.D., Liu Y., Balkwill D.L., Aldrich H.C., Conway de Macario E., Boone D.R. Methanogenium frigidum sp. nov., a psychrophilic, H2-using methanogen from Ace Lake, Antarctica // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 1068–1072.

  28. Franzmann P.D., Springer N., Ludwig W., Conway De Macario E., Rohde M. A methanogenic archaeon from Ace Lake, Antarctica: Methanococcoides burtonii sp. nov. // Syst. Appl. Microbiol. 1992. V. 15. P. 573–581.

  29. Franzmann P.D., Stackebrandt E., Sanderson K., Volkman J.K., Cameron D.E., Stevenson P.L., McMeekin T.A., Burton H.R. Halobacterium lacusprofundi sp. nov., a halophilic bacterium isolated from Deep Lake, Antarctica // Syst. Appl. Microbiol. 1988. V. 11. P. 20–27.

  30. Angelov A., Liesegang H., Gottschalk G., Schleper C., Schepers B., Dock C., Antranikian G., Liebl W. Genome sequence of Picrophilus torridus and its implications for life around pH 0 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 9091–9096.

  31. Gilbert J.A., Hill P.J., Dodd C.E., Laybourn-Parry J. Demonstration of antifreeze protein activity in Antarctic lake bacteria // Microbiology (SGM). 2004. V. 150. P. 171–180.

  32. Grant W.D. Life at low water activity // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. 2004. V. 359. P. 1249–1266.

  33. Grant W.D., Kamekura M., McGenity T.J., Ventosa A. Class III. Halobacteria // Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, 2nd ed. / Eds. Boone D.R., Castenholz R.W., Garrity G.M. New York: Springer, 2001. V. 1. P. 294–334.

  34. Grissa I., Vergnaud G., Pourcel C. The CRISPRdb database and tools to display CRISPRs and to generate dictionaries of spacers and repeats // BMC Bioinformatics. 2007. V. 8. P. 172.

  35. Hallsworth J.E., Yakimov M.M., Golyshin P.N., Gillion J.L., D’Auria G., de Lima Alves F., La Cono V., Genovese M., McK-ew B.A., Hayes S.L., Harris G., Giuliano L., Timmis K.N., McGenity T.J. Limits of life in MgCl2-containing environments: chaotropicity defines the window // Environ. Microbiol. 2007. V. 9. P. 801–813.

  36. Huber H., Hohn M.J., Rachel R., Fuchs T., Wimmer V.C., Stetter K.O. A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont // Nature. 2002. V. 417. P. 63–67.

  37. Huber H., Prangishvili D. Sulfulobales // The Prokaryotes. V. 3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes / Eds. Dworkin M., Falkow S., Rosenberg E., Schleifer K.-H., Stackebrandt E. New York: Springer, 2006. P. 23–51.

  38. Huber H., Stetter K.O. Desulfurococcales // The Prokaryotes. V. 3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes / Eds. Dworkin M., Falkow S., Rosenberg E., Schleifer K.-H., Stackebrandt E. New York: Springer, 2006. P. 52–68.

  39. Huston A.L., Krieger-Brockett B.B., Deming J.W. Remarkably low temperature optima for extracellular enzyme activity from Arctic bacteria and sea ice // Environ. Microbiol. 2000. V. 2. P. 383–388.

  40. Huston A.L., Methe B., Deming J.W. Purification, characterization, and sequencing of an extracellular cold-active aminopeptidase produced by marine psychrophile Colwellia psychrerythraea strain 34H // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 3321–3328.

  41. Irgens R.L., Gosink J.J., Staley J.T. Polaromonas vacuolata gen. nov., sp. nov., a psychrophilic, marine, gas vacuolate bacterium from Antarctica // Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V. 46. P. 822–826.

  42. Jebbar M., Franzetti B., Girard E., Oger P. Microbial diversity and adaptation to high hydrostatic pressure in deep-sea hydrothermal vents prokaryotes // Extremophiles. 2015. V. 19. P. 721–740.

  43. Kämpfer P., Lodders N., Vaneechoutte M., Wauters G. Transfer of Sejongia antarctica, Sejongia jeonii and Sejongia marina to the genus Chryseobacterium as Chryseobacterium antarcticum comb. nov., Chryseobacterium jeonii comb. nov. and Chryseobacterium marinum comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V. 59. P. 2238–2240.

  44. Karen J., Eicken H., Deming J.W. Bacterial activity at −2 to −20°C in Arctic wintertime sea ice // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 550–557.

  45. Kashefi K., Holmes D.E., Reysenbach A-L., Lovley D.R. Use of Fe(III) as an electron acceptor to recover previously uncultured hyperthermophiles: isolation and characterization of Geothermobacterium ferrireducens gen. nov., sp. nov. // Appl. Environ. Microbiol. 2002a. V. 68. P. 1735–1742.

  46. Kashefi K., Tor J.M., Holmes D.E., Gaw Van Praagh C.V., Reysenbach A.L., Lovley D.R. Geoglobus ahangari gen. nov., sp. nov., a novel hyperthermophilic archaeon capable of oxidizing organic acids and growing autotrophically on hydrogen with Fe(III) serving as the sole electron acceptor // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002b. V. 52. P. 719–728.

  47. Kaye J.Z., Baross J.A. Synchronous effects of temperature, hydrostatic pressure, and salinity on growth, phospholipid profiles, and protein patterns of four Halomonas species isolated from deep-sea hydrothermal-vent and sea surface environments // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 6220–6229.

  48. Kimura H., Sugihara M., Kato K., Hanada S. Selective phylogenetic analysis targeted at 16S rRNA genes of thermophiles and hyperthermophiles in deep-subsurface geothermal environments // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 21–27.

  49. Knoblauch C., Sahm K., Jørgensen B.B. Psychrophilic sulfate-reducing bacteria isolated from permanently cold arctic marine sediments: description of Desulfofrigus oceanense gen. nov., sp. nov., Desulfofrigus fragile sp. nov., Desulfofaba gelida gen. nov., sp. nov., Desulfotalea psychrophila gen. nov., sp. nov. and Desulfotalea arctica sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. P. 1631–1643.

  50. Kotsyurbenko O.R., Simankova M.V., Nozhevnikova A.N., Zhilina T.N, Bolotina N.P., Lysenko A.M., Osipov G.A. New species of psychrophilic acetogens: Acetobacterium bakii sp. nov., A. paludosum sp. nov., A. fimetarium sp. nov. // Arch. Microbiol. 1995. V. 163. P. 29–34.

  51. Kurr M., Huber R., König H., Jannasch H.W., Fricke H., Trincone A., Kristjansson J.K., Stetter K.O. Methanopyrus kandleri, gen. and sp. nov. represents a novel group of hyperthermophilic methanogens, growing at 110°C // Arch. Microbiol. 1991. V. 156. P. 239–247.

  52. Lauro F.M., Chastain R.A., Blankenship L.E., Yayanos A.A., Bartlett D.H. The unique 16S rRNA genes of piezophiles reflect both phylogeny and adaptation // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 838–845.

  53. Madigan M.T., Jung D.O., Woese C.R., Achenbach L.A. Rhodoferax antarcticus sp. nov., a moderately psychrophilic purple nonsulfur bacterium isolated from an Antarctic microbial mat // Arch. Microbiol. 2000. V. 173. P. 269–277.

  54. Mancuso Nichols C.A., Garon S., Bowman J.P., Raguénès G., Guézennec J. Production of exopolysaccharides by Antarctic marine bacterial isolates // J. Appl. Microbiol. 2004. V. 96. P. 1057–1066.

  55. Mariotti M., Lobanov A.V., Manta B., Santesmasses D., Bofill A., Guigó R., Gabaldón T., Gladyshev V.N. Lokiarchaeota marks the transition between the archaeal and eukaryotic selenocysteine encoding systems // Mol. Biol. Evol. 2016. V. 33. P. 2441–2453.

  56. Martin A., McMinn A. Sea ice, extremophiles and life on extra-terrestrial ocean worlds // Int. J. Astrobiol. 2017. V. 17. P. 1–16.

  57. Marx J.G., Carpenter S.D., Deming J.W. Production of cryoprotectant extracellular polysaccharide substances (EPS) by the marine psychrophilic bacterium Colwellia psychrerythraea strain 34H under extreme conditions // Can. J. Microbiol. 2009. V. 55. P. 63–72.

  58. McCollom T.M., Seewald J.S. Abiotic synthesis of organic compounds in deep-sea hydrothermal environments // Chem. Rev. 2007. V. 107. P. 382–401.

  59. Mesbah N.M., Wiegel J. Life under multiple extreme conditions: diversity and physiology of the halophilic alkalithermophiles // Appl. Environ. Microbiol. 2012. V. 78. P. 4074–4082.

  60. Nelson-Sathi S., Dagan T., Landan G., Janssen A., Steel M., McInerney J.O., Deppenmeier U., Martin W.F. Acquisition of 1000 eubacterial genes physiologically transformed a methanogen at the origin of Haloarchaea // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. P. 20537–20542.

  61. Nogi Y., Hosoya S., Kato C., Horikoshi K. Colwellia piezophila sp. nov., a novel piezophilic species from deep-sea sediments of the Japan Trench // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 1627–1631.

  62. Nogi Y., Kato C. Taxonomic studies of extremely barophilic bacteria isolated from the Mariana Trench and description of Moritella yayanosii sp. nov., a new barophilic bacterial isolate // Extremophiles. 1999. V. 3. P. 71–77.

  63. Nogi Y., Masui N., Kato C. Photobacterium profundum sp. nov., a new, moderately barophilic bacterial species isolated from a deep-sea sediment // Extremophiles. 1998. V. 2. P. 1–7.

  64. Oren A. Intracellular salt concentrations of the anaerobic halophilic eubacteria Haloanaerobium praevalens and Halobacteroides halobius // Can. J. Microbiol. 1986. V. 32. P. 4–9.

  65. Oren A., Stetter K.O. The Order Halobacteriales // The Prokaryotes. V. 3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes / Eds. Dworkin M., Falkow S., Rosenberg E., Schleifer K.-H., Stackebrandt E. New York: Springer, 2006. P. 113–164.

  66. Pearson A., Pi Y., Zhao W., Li W., Li Y., Inskeep W., Perevalova A., Romanek C., Li S., Zhang C.L. Factors controlling the distribution of archaeal tetraethers in terrestrial hot springs // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 3523–3532.

  67. Pikuta E.V., Hoover R.B., Tang J. Microbial extremophiles at the limits of life // Crit. Rev. Microbiol. 2007. V. 33. P. 183–209.

  68. Poli A., Finore I., Romano I., Gioiello A., Lama L., Nicolas B. Microbial diversity in extreme marine habitats and their biomolecules // Microorganisms. 2017. V. 5. pii: E25. https://doi.org/10.3390/microorganisms5020025

  69. Prokofeva M.I., Miroshnichenko M.L., Kostrikina N.A., Chernyh N.A., Kuznetsov B.B., Tourova T.P., Bonch-Osmolovskaya E.A. Acidilobus aceticus gen. nov., sp. nov., a novel anaerobic thermoacidophilic archaeon from continental hot vents in Kamchatka // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 2001–2008.

  70. Prokofeva M.I. Isolation of the anaerobic thermoacidophilic crenarchaeote Acidilobus saccharovorans sp. nov. and proposal of Acidilobales ord. nov., including Acidilobaceae fam. nov. and Caldisphaeraceae fam. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V. 59. P. 3116–3122.

  71. Roberts M.F. Organic compatible solutes of halotolerant and halophilic microorganisms // Saline Systems. 2005. 1: 5. (P. 1–30). https://doi.org/10.1186/1746-1448-1-5

  72. Samson J.E., Magadán A.H., Sabri M., Moineau S. Revenge of the phages: defeating bacterial defences // Nat. Rev. Microbiol. 2013. V. 11. P. 675–687.

  73. Santos H., da Costa M.S. Compatible solutes of organisms that live in hot saline environments // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 501–509.

  74. Saralov A.I., Baslerov R.V., Kuznetsov B.B. Haloferax chudinovii sp. nov., a halophilic archaeon from Permian potassium salt deposits // Extremophiles. 2013. V. 17. P. 499–504.

  75. Schleper C., Puehler G., Holz I., Gambacorta A., Janekovic D., Santarius U., Klenk H-P., Zillig W. Picrophilus gen. nov., fam. nov.: a novel aerobic, heterotrophic, thermoacidophilic genus and family comprising archaea capable of growth around pH 0 // J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 7050–7059.

  76. Scotter A.J., Marshall C.B., Graham L.A., Gilbert J.A., Garnham C.P., Davies P.L. The basis for hyperactivity of antifreeze proteins // Cryobiology. 2006. V. 53. P. 229–239.

  77. Seitz K.W., Lazar C.S., Hinrichs K.U., Teske A.P., Baker B.J. Genomic reconstruction of a novel, deeply branched sediment archaeal phylum with pathways for acetogenesis and sulfur reduction // ISME J. 2016. V. 10. P. 1696–1705.

  78. Shen L., Liu Y., Gu Z., Xu B., Wang N., Jiao N., Liu H., Zhou Y. Massilia eurypsychrophila sp. nov., a facultatively psychrophilic bacteria isolated from ice core // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2015. V. 65. P. 2124–2129.

  79. Sheppard C., Werner F. Structure and mechanisms of viral transcription factors in archaea // Extremophiles. 2017. V. 21. P. 829–838.

  80. Shivaji S., Reddy G.S. Phylogenetic analyses of the genus Glaciecola: emended description of the genus Glaciecola, transfer of Glaciecola mesophila, G. agarilytica, G. aquimarina, G. arctica, G. chathamensis, G. polaris and G. psychrophila to the genus Paraglaciecola gen. nov. as Paraglaciecola mesophila comb. nov., P. agarilytica comb. nov., P. aquimarina comb. nov., P. arctica comb. nov., P. chathamensis comb. nov., P. polaris comb. nov. and P. psychrophila comb. nov., and description of Paraglaciecola oceanifecundans sp. nov., isolated from the Southern Ocean // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2014. V. 64. P. 3264–3275.

  81. Siddiqui K.S., Williams T.J., Wilkins D., Yau S., Allen M.A., Brown M.V., Lauro F.M., Cavicchioli R. Psychrophiles // Annu. Rev. Earth. Planet. Sci. 2013. V. 41. P. 87–115.

  82. Siliakus M.F., van der Oost J., Kengen S.W.M. Adaptations of archaeal and bacterial membranes to variations in temperature, pH and pressure // Extremophiles. 2017. V. 21. P. 651–670.

  83. Simankova M.V., Kotsyurbenko O.R., Stackebrandt E., Kostrikina N.A., Lysenko A.M., Osipov G.A., Nozhevnikova A.N. Acetobacterium tundrae sp nov, a new psychrophilic acetogenic bacterium from tundra soil // Arch. Microbiol. 2000. V. 174. P. 440–447.

  84. Singh N., Kendall M.M., Liu Y., Boone D.R. Isolation and characterization of methylotrophic methanogens from anoxic marine sediments in Skan Bay, Alaska: description of Methanococcoides alaskense sp. nov., and emended description of Methanosarcina baltica // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 2531–2538.

  85. Spang A., Saw J.H., Jørgensen S.L., Zaremba-Niedzwiedzka K., Martijn J., Lind A.E., van Eijk R., Schleper C., Guy L., Ettema T.J.G. Complex archaea that bridge the gap between prokaryotes and eukaryotes // Nature. 2015. V. 521. P. 173–179.

  86. Spring S., Merkhoffer B., Weiss N., Kroppenstedt R.M., Hippe H., Stackebrandt E. Characterization of novel psychrophilic clostridia from an Antarctic microbial mat: description of Clostridium frigoris sp. nov., Clostridium lacusfryxellense sp. nov., Clostridium bowmanii sp. nov. and Clostridium psychrophilum sp. nov. and reclassification of Clostridium laramiense as Clostridium estertheticum subsp. laramiense subsp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1019–1029.

  87. Steinle L., Knittel K., Felber N., Casalino C., de Lange G., Tessarolo C., Stadnitskaia A., Sinninghe Damste J.S., Zopfi J., Lehmann M.F., Treude T., Niemann H. Life on the edge: active microbial communities in the Kryos MgCl2 – brine basin at very low water activity // ISME J. 2018. V. 12. P. 1414–1426.

  88. Svensäter G., Sjögreen B., Hamilton I.R. Multiple stress responses in Streptococcus mutans and the induction of general and stress-specific proteins // Microbiology (SGM). 2000. V. 146. P. 107–117.

  89. Takai K., Nakamura K., Toki T., Tsunogai U., Miyazaki M., Miyazaki J., Hirayama H., Nakagawa S., Nunoura T., Horikoshi K. Cell proliferation at 122°C and isotopically heavy CH4 production by a hyperthermophilic methanogen under high-pressure cultivation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 10949–10954.

  90. Tenchov B., Vescio E.M., Sprott G.D., Zeidel M.L., Mathai J.C. Salt tolerance of archaeal extremely halophilic lipid membranes // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 10016–10023.

  91. Van der Wielen P.W., Bolhuis H., Borin S., Daffonchio D., Corselli C., Giuliano L., de Lange G.J., Huebner A., Varnavas S.P., Thomson J., Tamburini C., Marty D., McGenity T.J., Timmis K.N. The enigma of prokaryotic life in deep hypersaline anoxic basins // Science. 2005. V. 307. № 5706. P. 121–123.

  92. Vargas M., Kashefi K., Blunt-Harris E.L., Lovley D.R. Microbiological evidence for Fe(III) reduction on early Earth // Nature. 1998. V. 395. P. 65–67.

  93. Völkl P., Huber R., Drobner E., Rachel R., Burggraf S., Trincone A., Stetter K.O. Pyrobaculum aerophilum sp. nov., a novel nitrate-reducing hyperthermophilic archaeum // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 2918–2926.

  94. Vreeland R.H., Straight S., Krammes J., Dougherty K., Rosenzweig W.D., Kamekura M. Halosimplex carlsbadense gen. nov., sp. nov., a unique halophilic archaeon, with three 16S rRNA genes, that grows only in defined medium with glycerol and acetate or pyruvate // Extremophiles. 2002. V. 6. P. 445–452.

  95. Wells L.E., Deming J.W. Characterization of a cold-active bacteriophage on two psychrophilic marine hosts // Aquat. Microb. Ecol. 2006. V. 45. P. 15–29.

  96. Williams D., Gogarten J.P., Papke R.T. Quantifying homologous replacement of loci between haloarchaeal species // Genome Biol. Evol. 2012. V. 4. P. 1223–1244.

  97. Woese C.R., Kandler O., Wheelis M.L. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 4576–4579.

  98. Yakimov M.M., La Cono V., Spada G.L., Bortoluzzi G., Messina E., Smedile F., Arcadi E., Borghini M., Ferrer M., Schmitt-Kopplin P., Hertkorn N., Cray J.A., Hallsworh J.E., Golyshin P.N., Giuliano L. Microbial community of the deep-see brine Lake Kryos seawater-brine interface is active below the chaotropicity limit of life as revealed by recovery of mRNA // Environ. Microbiol. 2015. V. 17. P. 364–382.

  99. Yayanos A.A. Evolutional and ecological implications of the properties of deep-sea barophilic bacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 9542 –9546.

  100. Zaremba-Niedzwiedzka K., Caceres E.F., Saw J.H., Bäckström D.1., Juzokaite L., Vancaester E., Seitz K.W., Anantharaman K., Starnawski P., Kjeldsen K.U., Stott M.B., Nunoura T., Banfield J.F., Schramm A., Baker B.J., Spang A., Ettema T.J. Asgard archaea illuminate the origin of eukaryotic cellular complexity // Nature. 2017. V. 541. P. 353–358.

  101. Zhang G., Jiang N., Liu X., Dong X. Methanogenesis from methanol at low temperatures by a novel psychrophilic methanogen, “Methanolobus psychrophilus” sp. nov., prevalent in Zoige wetland of the Tibetan plateau // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 6114–6120.

Дополнительные материалы отсутствуют.