Микробиология, 2021, T. 90, № 2, стр. 155-165

Выделение и идентификация алкалотолерантных бактерий с гидролитической активностью из содового шламохранилища

А. В. Шилова a*, А. Ю. Максимов ab, Ю. Г. Максимова ab

a Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН
614081 Пермь, Россия

b Пермский государственный национальный исследовательский университет
614990 Пермь, Россия

* E-mail: A.Shilova-IEGM@yandex.ru

Поступила в редакцию 08.07.2020
После доработки 31.08.2020
Принята к публикации 09.11.2020

Аннотация

Идентифицировано 58 культур алкалотолерантных бактерий, обладающих амилазной, липазной, протеазной и целлюлазной активностями, которые были выделены из содового шламохранилища на среде с селективными субстратами в отсутствие экстремальных условий (рН 8) и на богатой среде с рН 11 без селективных субстратов. Исследовано влияние рН и концентрации хлорида натрия на рост и проявление гидролитической активности у штаммов Pseudomonas peli, Paenarthrobacter nitroquajacolicus и Microbacterium kitamiense, обладающих липазной и амилазной активностями. Показано, что амилазы культур, выделенных на среде с рН 11 и 8, проявляют наибольшую активность при рН 10 и 6 соответственно, тогда как удельная активность внеклеточной липазы изолятов P. peli, выделенных при рН 8, максимальна при рН 11. На среде с рН 11 выделены Bacillus aequororis, Brevibacterium pityocampae, Microbacterium kitamiense, Microcella putealis, Oerskovia paurometabola, O. enterophila, O. jenensis, обладающие активностью щелочной амилазы.

Ключевые слова: содовое озеро, содовое шламохранилище, алкалофилы, алкалотолерантные микроорганизмы, гидролитическая активность, амилаза, липаза, протеаза, целлюлаза

DOI: 10.31857/S0026365621020130

Список литературы

  1. Безбородов А.М., Загустина Н.А. Липазы в реакциях катализа в органическом синтезе (обзор) // Прикл. биохимия и микробиология. 2014. Т. 50. С. 347–373.

  2. Bezborodov A.M., Zagustina N.A. Lipases in catalytic reactions of organic chemistry // Appl. Biochem. Microbiol. 2014. V. 50. P. 313–337.

  3. Блинов С.М., Максимович Н.Г., Найданова Н.Ф., Шлыков В.Г., Потапов С.С. Минералогические основы утилизации отходов ОАО “Березниковский содовый завод” // Минералогия техногенеза. 2003. Т. 4. С. 51–55.

  4. Борзенко С.В., Замана Л.В. Сульфатредукция как фактор формирования содовых вод озера Доронинское (Восточное Забайкалье) // Вестник Томского гос. ун‑та. 2008. № 312. С. 188–193.

  5. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н. Cодовые озера – природная модель древней биосферы континента // Природа. 2000. № 2. С. 45–55.

  6. Новожилов Е.В., Пошина Д.Н. Биотехнологии в производстве целлюлозы для химической переработки (обзор) // Химия растительного сырья. 2011. № 3. С. 15–32.

  7. Рандагуруева А.А., Лаврентьева Е.В. Внеклеточная протеазная активность в природных образцах термальных источников Прибайкалья // Известия Иркутского гос. ун-та. Сер. Науки о Земле. 2009. Т. 2. № 2. С. 162–166.

  8. Шилова А.В., Максимов А.Ю., Максимова Ю.Г. Метагеномный анализ родового состава бактериальной флоры грунта, воды и осадков нового и старого шламохранилища ОАО “Сода” (г. Березники, Пермский край) // Биомика. 2018. Т. 10. № 1. С. 24–27.

  9. Шилова А.В., Максимов А.Ю., Максимова Ю.Г. Изменения микробиома как индикатор восстановления природных сред содового шламохранилища АО “Березниковский содовый завод” // Вода и экология: проблемы и решения. 2020. № 1(81). С. 81–94.

  10. Ali S.S., Habib I., Riaz T. Screening and characterization of alkaliphilic bacteria from industrial effluents // Punjab Univ. J. Zool. 2009. V. 24. P. 49–60.

  11. Anish R., Rahman M.S., Rao M. Application of cellulases from an alkalothermophilic Thermomonospora sp. in biopolishing of denims // Biotechnol. Bioeng. 2007. V. 96. P. 48–56.

  12. Atlas R.M. Handbook of Microbiological Media / Ed. Parks L.C. USA: CRC, 1993. 1079 p.

  13. Febriani, Rayyana, Ulya M., Oesman F., Akhmaloka, Iqbalsyah T.M. Low molecular weight alkaline thermostable α-amylase from Geobacillus sp. nov. // Heliyon. 2019. V. 5. e02171.

  14. Grant W.D., Sorokin D.Yu. Distribution and diversity of soda lake alkaliphiles // Extremophiles Handbook / Eds. Horikoshi K., Antranikian G., Bull A., Robb F., Stetler K. Springer-Verlag, Tokyo, 2011. P. 27–54.

  15. Gupta R., Beg Q.K., Lorenz P. Bacterial alkaline proteases: molecular approaches and industrial applications // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 59. P. 15–32.

  16. Hasan F., Shah A.A., Javed S., Hameed A. Enzymes used in detergents: lipases // Afr. J. Biotechnol. 2010. V. 9. P. 4836–4844.

  17. Horikoshi K. Alkaliphiles: some applications of their products for biotechnology // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1999. V. 63. P. 735–750.

  18. Jagtap S., Rao M. Purification and properties of a low molecular weight 1,4-β-D-glucan glucohydrolase having one active site for carboxymethyl cellulose and xylan from an alkalothermophilic Thermomonospora sp. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. V. 329. P. 111–116.

  19. Kalwasińska A., Felföldi T., Szab A.J., DejaSikora E., Kosobucki P., Walczak M. Microbial communities associated with the anthropogenic, highly alkaline environment of a saline soda lime // Ant. van Leeuwenhoek. 2017. V. 110. P. 945–962.

  20. Kevbrin V.V. Isolation and cultivation of alkaliphiles // Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology / Eds. Mamo G., Mattiasson B. Springer, Cham, 2019. V. 172. P. 53–84.

  21. Kubrak O.I., Storey J.M., Storey K.B., Lushchak V.I. Production and properties of α-amylase from Bacillus sp. BKL20 // Can. J. Microbiol. 2010. V. 56. P. 279–288.

  22. Margesin R., Feller G., Hämmerle M., Stegner U., Schinner F. A colorimetric method for the determination of lipase activity in soil // Biotechnol. Lett. 2002. V. 24. P. 27–33.

  23. Mc Tigue M.A., Kelly C.T., Doyle E.M., Fogarty W.M. The alkaline amylase of the alkalophilic Bacillus sp. IMD 370 // Enzyme Microb. Technol. 1995. V. 17. P. 570–573.

  24. Oren A. Industrial and environmental applications of halophilic microorganisms // Environ. Technol. 2010. V. 31. P. 825–834.

  25. Ren L., Han Y., Yang S., Tan X., Wang J., Zhao X., Fan J., Dong T., Zhou Z. Isolation, identification and primary application of bacteria from putrid alkaline silica sol // Front. Chem. Sci. Eng. 2014. V. 8. P. 330–339.

  26. Rios N.S., Pinheiro B.B., Pinheiro M.P., Bezerra R.M., Sousa dos Santos J.C., Gonçalves L.R.B. Biotechnological potential of lipases from Pseudomonas: Sources, properties and applications // Process Biochem. 2018. V. 75. P. 99–120.

  27. Roadcap G.S., Sanford R.A., Jin Q., Pardinas J.R., Bethke C.M. Extremely alkaline (pH > 12) ground water hosts diverse microbial community // Ground Water. 2006. V. 44. P. 511–517.

  28. Sarethy I.P., Saxena Y., Kapoor A., Sharma M., Sharma S.K., Gupta V., Gupta S. Alkaliphilic bacteria: applications in industrial biotechnology // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2011. V. 38. P. 769–790.

  29. Saxena R. K., Dutt K., Agarwal L., Nayyar P. A highly thermostable and alkaline amylase from a Bacillus sp. PN5 // Biores. Technol. 2007. V. 98. P. 260–265.

  30. Sharma K.M., Kumar R., Panwar S., Kuma A. Microbial alkaline proteases: Optimization of production parameters and their properties // J. Genet. Eng. Biotechnol. 2017. V. 15. P. 115–126.

  31. Sorokin D.Y., Banciu H.L., Muyzer G. Functional microbiology of soda lakes // Curr. Opin. Microbiol. 2015. V. 25. P. 88–96.

Дополнительные материалы отсутствуют.