Молекулярная биология, 2022, T. 56, № 4, стр. 628-641

Rpn4p без ДНК-связывающего домена обеспечивает устойчивость Saccharomyces cerevisiae к окислительному стрессу и циклогексимиду

Д. С. Карпов a*, Д. С. Спасская a, В. В. Тютяева a, В. Л. Карпов b

a Центр высокоточного редактирования и генетических технологий для биомедицины, Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук
119991 Москва, Россия

b Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук
119991 Москва, Россия

* E-mail: aleom@yandex.ru

Поступила в редакцию 12.02.2022
После доработки 09.03.2022
Принята к публикации 09.03.2022

Аннотация

Убиквитин-протеасомная система участвует в контроле всех основных молекулярных процессов в норме и реакции клеток на стрессовые воздействия. Rpn4p служит ключевым транскрипционным регулятором протеасомы у дрожжей класса Saccharomycetes и участвует также в ответе клеток на различные стрессовые воздействия. Помимо протеасомных генов, Rpn4 влияет на экспрессию нескольких сотен других, включая гены, вовлеченные в репарацию ДНК и ответ на окислительный стресс. В то же время молекулярные механизмы, используемые Rpn4 в контроле генов-мишеней и функционировании как регулятора ответа клеток на стрессовые условия, остаются во многом неясными. Цель работы состояла в определении доменов Rpn4, необходимых для обеспечения устойчивости клеток к стрессовым воздействиям. Показано, что N-концевая и центральная части белка, содержат участки, необходимые для устойчивости ко всем видам стресса. Предполагаемый сигнал ядерной локализации не влияет на функционирование Rpn4. Неожиданно белок с делецией обоих мотивов “цинковых пальцев”, образующих ДНК-связывающий домен, обеспечивал устойчивость дрожжей к окислительному стрессу и циклогексимиду. Более того, нами показано, что Rpn4 может привлекаться к промоторным областям регулируемых им генов даже в том случае, если они не содержат его сайтов связывания. На основании полученных данных можно предполагать, что Rpn4 участвует в регуляции генов и ответе клеток на стресс за счет белок-белковых взаимодействий.

Ключевые слова: Rpn4p, делеционный анализ, ДНК-связывающий домен, окислительный стресс

Список литературы

  1. Glickman M.H., Ciechanover A. (2002) The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction. Physiol. Rev. 82(2), 373‒428.

  2. Lecker S.H., Goldberg A.L., Mitch W.E. (2006) Protein degradation by the ubiquitin-proteasome pathway in normal and disease states. J. Am. Soc. Nephrol. 17(7), 1807‒1819.

  3. Карпов Д.С., Лысов Ю.П., Карпов В.Л. (2019) Эволюция системы координированной регуляции экспрессии протеасомных генов у дрожжей-сахаромицетов. Молекуляр. биология. 53(6), 1029‒1037.

  4. Xie Y., Varshavsky A. (2001) RPN4 is a ligand, substrate and transcriptional regulator of the 26S proteasome: a negative feedback circuit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98(6), 3056‒3061.

  5. Xie Y. (2010) Feedback regulation of proteasome gene expression and its implications in cancer therapy. Cancer Metastasis Rev. 29(4), 687‒693.

  6. Mannhaupt G., Feldmann H. (2007) Genomic evolution of the proteasome system among Hemiascomycetous yeasts. J. Mol. Evol. 65(5), 529‒540.

  7. Mannhaupt G., Schnall R., Karpov V., Vetter I., Feldmann H. (1999) Rpn4 acts as a transcription factor by binding to PACE, a nonamer box found upstream of 26S proteasomal and other genes in yeast. FEBS Lett. 450, 27‒34.

  8. Karpov D.S., Tutyaeva V.V., Karpov V.L. (2008) Mapping of yeast Rpn4p transactivation domains. FEBS Lett. 582(23–24), 3459‒3464.

  9. Ju D., Xu H., Wang X., Xie Y. (2010) The transcription activation domain of Rpn4 is separate from its degrons. Int. J. Biochem. Cell Biol. 42(2), 282‒286.

  10. Karpov D.S., Grineva E.N., Leinsoo A.T., Nadolinskaia N.I., Danilenko N.K., Tutyaeva V.V., Spasskaya D.S., Preobrazhenskaya O.V., Lysov Y.P., Karpov V.L. (2017) Functional analysis of Debaryomyces hansenii Rpn4 on a genetic background of Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Res. 17(1), fow098.

  11. Nelson M.K., Kurihara T., Silver P.A. (1993) Extragenic suppressors of mutations in the cytoplasmic C terminus of SEC63 define five genes in Saccharomyces cerevisiae. Genetics. 134(1), 159‒173.

  12. Jelinsky S.A., Estep P., Church G.M., Samson L.D. (2000) Regulatory networks revealed by transcriptional profiling of damaged Saccharomyces cerevisiae cells: Rpn4 links base excision repair with proteasomes. Mol. Cell Biol. 20, 8157‒8167.

  13. Капранов А.Б., Преображенская О.В., Тютяева В.В., Штука Р., Фельдман Х., Карпов В.Л. (2001) Выделение и идентификация PACE-связывающего белка Rpn4 ‒ нового транскрипционного активатора, участвующего в регуляции 26S протеасомных и других генов. Молекуляр. биология. 35, 420‒431.

  14. Shirozu R., Yashiroda H., Murata S. (2015) Identification of minimum Rpn4-responsive elements in genes related to proteasome functions. FEBS Lett. 589(8), 933‒940.

  15. Karpov D.S., Spasskaya D.S., Tutyaeva V.V., Miro-nov A.S., Karpov V.L. (2013) Proteasome inhibition enhances resistance to DNA damage via upregulation of Rpn4-dependent DNA repair genes. FEBS Lett. 587(18), 3108‒3114.

  16. Spasskaya D.S., Nadolinskaia N.I., Tutyaeva V.V., Lysov Y.P., Karpov V.L., Karpov D.S. (2020) Yeast Rpn4 links the proteasome and DNA repair via RAD52 regulation. Int. J. Mol. Sci. 21(21), 8097.

  17. Karpov D.S., Spasskaya D.S., Nadolinskaia N.I., Tutyaeva V.V., Lysov Y.P., Karpov V.L. (2019) Deregulation of the 19S proteasome complex increases yeast resistance to 4-NQO and oxidative stress via upregulation of Rpn4- and proteasome-dependent stress responsive genes. FEMS Yeast Res. 19(2), foz002.

  18. Teixeira M.C., Dias P.J., Simoes T., Sa-Correia I. (2008) Yeast adaptation to mancozeb involves the up-regulation of FLR1 under the coordinate control of Yap1, Rpn4, Pdr3, and Yrr1. Biochem. Biophys. Res. Commun. 367(2), 249‒255.

  19. James P., Halladay J., Craig E.A. (1996) Genomic libraries and a host strain designed for highly efficient two-hybrid selection in yeast. Genetics. 144(4), 1425‒1436.

  20. Gietz R.D., Woods R.A. (2002) Transformation of yeast by the LiAc/ss carrier DNA/PEG method. Methods Enzymol. 350, 87–96.

  21. Christianson T.W., Sikorski R.S., Dante M., Shero J.H., Hieter P. (1992) Multifunctional yeast high-copy-number shuttle vectors. Gene. 110(1), 119‒122.

  22. Gietz R.D., Sugino A. (1988) New yeast-Escherichia coli shuttle vectors constructed with in vitro mutage-nized yeast genes lacking six-base pair restriction sites. Gene. 74(2), 527‒534.

  23. Спасская Д.С., Карпов Д.С., Карпов В.Л. (2011) Dam-метилаза Escherichia coli как молекулярный инструмент для картирования сайтов связывания дрожжевого фактора транскрипции Rpn4p. Молекуляр. биология. 45(4), 642‒651.

  24. Козлов Д.Г., Чеперегин С.Э., Честков А.В., Крылов В.Н., Цыганков Ю.Д. (2010) Клонирование и экспрессия гена лизоцима бактериофага FMV в клетках дрожжей Saccharomyces cerevisiae и Pichia pastoris. Генетика. 46(3), 340‒348.

  25. Карпов Д.С., Тютяева В.В., Берестень С.Ф., Карпов В.Л. (2008) Картирование участков Rpn4p, ответственных за активацию транскрипции протеасомных генов. Молекуляр. биология. 42(3), 526‒532.

  26. Melnikova L., Kostyuchenko M., Parshikov A., Georgiev P., Golovnin A. (2018) Role of Su(Hw) zinc finger 10 and interaction with CP190 and Mod(mdg4) proteins in recruiting the Su(Hw) complex to chromatin sites in Drosophila. PLoS One. 13(2), e0193497.

  27. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Smith J.A., Seidman J.G., Struhl K. (1998) Current Protocols in Molecular Biology. New York: Wiley-Interscience.

  28. Ju D., Xie Y. (2006) Identification of the preferential ubiquitination site and ubiquitin-dependent degradation signal of Rpn4. J. Biol. Chem. 281, 10657‒10662.

  29. Ha S.W., Ju D., Xie Y. (2012) The N-terminal domain of Rpn4 serves as a portable ubiquitin-independent degron and is recognized by specific 19S RP subunits. Biochem. Biophys. Res. Commun. 419(2), 226‒231.

  30. Карпов Д.С., Осипов С.А., Преображенская О.В., Карпов В.Л. (2008) Rpn4p ‒ позитивный и негативный регулятор транскрипции убиквитин-протеасомной системы. Молекуляр. биология. 42(3), 518‒525.

  31. Gerlinger U.M., Guckel R., Hoffmann M., Wolf D.H., Hilt W. (1997) Yeast cycloheximide-resistant crl mutants are proteasome mutants defective in protein degradation. Mol. Biol. Cell. 8(12), 2487‒2499.

  32. He C., Klionsky D.J. (2009) Regulation mechanisms and signaling pathways of autophagy. Annu. Rev. Genet. 43, 67‒93.

  33. Fujimoro M., Tanaka K., Yokosawa H., Toh-e A. (1998) Son1p is a component of the 26S proteasome of the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett. 423, 149‒154.

  34. Drees B.L., Sundin B., Brazeau E., Caviston J.P., Chen G.C., Guo W., Kozminski K.G., Lau M.W., Moskow J.J., Tong A., Schenkman L.R., McKenzie A., 3rd, Brennwald P., Longtine M., Bi E., Chan C., Novick P., Boone C., Pringle J.R., Davis T.N., Fields S., Drubin D.G. (2001) A protein interaction map for cell polarity development. J. Cell Biol. 154(3), 549‒571.

  35. Funakoshi M., Tomko R.J., Jr., Kobayashi H., Hochstrasser M. (2009) Multiple assembly chaperones govern biogenesis of the proteasome regulatory particle base. Cell. 137(5), 887‒899.

  36. Cagney G., Uetz P., Fields S. (2001) Two-hybrid ana-lysis of the s 26S proteasome. Physiol. Genomics. 7(1), 27‒34.

  37. Lickwar C.R., Mueller F., Hanlon S.E., McNally J.G., Lieb J.D. (2012) Genome-wide protein-DNA binding dynamics suggest a molecular clutch for transcription factor function. Nature. 484(7393), 251‒255.

  38. Ha S.W., Ju D., Xie Y. (2014) Nuclear import factor Srp1 and its associated protein Sts1 couple ribosome-bound nascent polypeptides to proteasomes for cotranslational degradation. J. Biol. Chem. 289(5), 2701‒2710.

  39. Baker R.P., Harreman M.T., Eccleston J.F., Corbett A.H., Stewart M. (2001) Interaction between Ran and Mog1 is required for efficient nuclear protein import. J. Biol. Chem. 276(44), 41255‒41262.

  40. Jain R., Aggarwal A.K., Rechkoblit O. (2018) Eukaryotic DNA polymerases. Curr. Opin. Struct. Biol. 53, 77‒87.

  41. Chalissery J., Jalal D., Al-Natour Z., Hassan A.H. (2017) Repair of oxidative DNA damage in Saccharomyces cerevisiae. DNA Repair (Amst.). 51, 2‒13.

Дополнительные материалы отсутствуют.