1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Российские нанотехнологии
  4. T. 18, № 3, 2023

Российские нанотехнологии, 2023, T. 18, № 3, стр. 320-326

Перспективы использования метагеномного анализа в качестве инструмента точной диагностики каприпоксвирусных инфекций сельскохозяйственных животных

С. В. Тощаков 1, *, Э. В. Гросфельд 1, А. Д. Козлова 1, А. С. Крылова 1, М. В. Патрушев 1

1 Национальный исследовательский центр “Курчатовский институт”
Москва, Россия

* E-mail: stepan.toshchakov@gmail.com

Поступила в редакцию 13.12.2022
После доработки 13.12.2022
Принята к публикации 19.12.2022

Полный текст (PDF)

Аннотация

Инфекционные заболевания сельскохозяйственных животных, вызываемые вирусами рода Capripoxvirus, представляют собой серьезную экономическую угрозу. Существующие средства диагностики этих возбудителей зачастую дают информацию, которой недостаточно для разработки полноценного комплекса мер по контролю над заболеваниями. Данную проблему может решить получение информации о полном геноме вируса, которое в настоящее время является наиболее достижимым при применении технологий высокопроизводительного секвенирования с последующим метагеномным анализом. В обзоре рассматриваются биология каприпоксвирусных возбудителей, средства диагностики и борьбы с заболеваниями в контексте перспектив внедрения метагеномного анализа как основного средства идентификации этих инфекционных агентов.

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

1. Биология возбудителей каприпоксвирусных инфекций

2. Средства контроля над заболеваниями

3. Методы диагностики каприпоксвирусов

4. Применение технологий высокопроизводительного секвенирования для диагностики инфекций сельскохозяйственных животных

Заключение

ВВЕДЕНИЕ

Идентификация инфекционных агентов является важной и одновременно ресурсоемкой задачей в клинической диагностике, ветеринарии и пищевой промышленности из-за большого разнообразия патогенных объектов и механизмов их распространения. С перспективой неизбежного роста населения, популяций домашних животных, транспортной связности мира проблема распространения патогенов человека и животных приобретает все более высокую значимость. Вспышки инфекционных заболеваний становятся более массовыми и вызывают проблемы на уровне биологической и пищевой безопасности целых регионов мира.

Развитие высокопроизводительных молекулярно-генетических технологий в последние десятилетия привело к тому, что исследования биологических объектов и процессов вышли на принципиально новый уровень. Многократный рост объема биологических данных разного рода привел к возникновению так называемых “омиксных” научных направлений, включая геномику, транскриптомику, метаболомику и пр. Это, в свою очередь, позволило использовать полученные данные и разработанные подходы в различных практических отраслях, в том числе биотехнологии [1], медицине [2], ветеринарии [3] и криминалистике [4]. Метагеномика, являясь одним из наиболее динамично развивающихся омиксных направлений, ориентирована на комплексное исследование генетического материала, выделяемого из образца окружающий среды [5]. Метагеномный анализ позволяет выявить и идентифицировать все организмы, в том числе не подлежащие культивированию, генетический материал которых находится в образце, т.е. как макро‑, так и микроорганизмы и вирусы.

В течение последних десятилетий сельскохозяйственная отрасль столкнулась с возникновением ряда новых угроз, связанных с распространением инфекционных заболеваний, прежде считавшихся эндемичными, или, по крайней мере, распространенными только в пределах одного региона или континента [6–8]. Одной из наиболее активно распространяющихся групп инфекций сельскохозяйственных животных являются заболевания, вызываемые вирусами, относящимися к роду Capripoxvirus (каприпоксвирусы) [9]. Сложность их однозначной молекулярной идентификации классическими молекулярными методами делает эту группу заболеваний интересным примером для анализа перспектив использования метагеномных подходов в диагностике. В данном обзоре рассмотрены особенности биологии каприпоксвирусных инфекций, способы борьбы с ними, а также существующие и развивающиеся подходы в их диагностике в контексте перспектив применения технологий высокопроизводительного секвенирования для точной геномной идентификации возбудителей.

1. БИОЛОГИЯ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ КАПРИПОКСВИРУСНЫХ ИНФЕКЦИЙ

География распространения и пути передачи

Род Capripoxvirus относится к семейству Poxviridae и представлен тремя видами: вирусом оспы овец, вирусом оспы коз и вирусом нодулярного дерматита крупного рогатого скота (КРС). Ранее группа этих вирусов и вызываемые ими заболевания считались эндемичными для Африканского континента, однако начиная с конца 90-х гг. стали появляться сообщения о распространении этих инфекций на Среднюю Азию [10], Турцию [11], Индию [12] и КНР [13]. В 2010-х гг. вирус нодулярного дерматита КРС начал появляться на Европейском континенте, в частности на Балканах, куда, по-видимому, был завезен из Турции [14]. В 2018–2019 гг. несколько вспышек каприпоксвирусных заболеваний было зарегистрировано в Центральной России [15] и Забайкальском крае [16].

Вирусы оспы овец и коз, как правило, передаются при прямом контакте, тогда как вирус нодулярного дерматита КРС может также активно распространяться за счет кровососущих насекомых [17, 18]. Именно с этим, вероятно, связан более широкий ареал распространения вируса нодулярного дерматита КРС по сравнению с вирусами оспы овец и коз [19].

Организация генома

Геномы каприпоксвирусов являются линейными молекулами двуцепочечной ДНК длиной ~150 000 пар нуклеотидов. Степень консервативности генома внутри этого рода является весьма высокой и составляет 96–97% средней нуклеотидной идентичности [20]. Это сильно затрудняет дифференциации вирусов при помощи стандартных молекулярных тестов, накладывая дополнительные требования к разрешающей способности диагностических систем. Высокий уровень содержания AT-нуклеотидов (более 75%) накладывает определенные ограничения и на использование полимеразной цепной реакции (ПЦР) тест-систем. Структурно геномы каприпоксвирусов несут центральную кодирующую часть, содержащую 147 открытых рамок считывания, ограниченную двумя идентичными инвертированными терминальными повторами длиной 2100–2400 пар нуклеотидов [21]. Центральная часть генома (открытые рамки считывания с 024 по 123) несет ключевые гены репликации, транскрипции и модификации вирусной РНК, а также гены, отвечающие за сборку вириона [22]. Участки генома, расположенные ближе к инвертированным повторам, содержат гены вирулентности, а также гены, отвечающие за специфичность взаимодействия организм–хозяина.

Геномы вакцинных штаммов характеризуются более чем 99.9% аминокислотной идентичности по сравнению с дикими [23, 24]. Сравнительный анализ генома вакцинных и диких штаммов демонстрирует, что изменения в геноме вакцинного штамма объясняют его ослабление за счет мутаций в генах вирулентности и взаимодействия с хозяином. Интересным фактом является и то, что большинство мутаций, по которым различаются вакцинные и родственные им дикие штаммы, представляют собой сдвиги рамки считывания [25]. Такие типы мутаций могут достаточно легко мутировать обратно, превратив таким образом вакцинный штамм в вирулентный. Таким образом, похожесть вакцинных штаммов на вирулентные требует разработки точных систем их дифференциации с целью прогнозирования и оценки эпидемиологических рисков.

2. СРЕДСТВА КОНТРОЛЯ НАД ЗАБОЛЕВАНИЯМИ

Эффективность борьбы с заболеваниями, вызываемыми каприпоксвирусами, зависит от ряда факторов, в том числе своевременного и быстрого выявления вспышек заболевания, карантинных мер, борьбы с переносчиками (в случае вируса нодулярного дерматита КРС) и, безусловно, охвата вакцинации, которая на данный момент является наиболее эффективным средством борьбы. В основном для борьбы с каприпоксвирусными инфекциями используются живые аттенуированные вакцины, которые ослабляются путем многократных пассажей на культурах клеток [26, 27].

В эндемичных странах для защиты от инфекций, вызванных каприпоксвирусами, чаще всего используют штамм Neethling и его производные. Основной недостаток вакцинирования препаратами этого штамма – высокая вероятность побочных эффектов: воспаления в месте инъекции, снижения выработки молока и т.д. [28]. В регионах, где каприпоксвирусные инфекции только начинают набирать обороты, для вакцинации, как правило, используются местные штаммы [29, 30]. В России, Казахстане и других странах постсоветского пространства для вакцинации против вируса оспы овец используется вакцина NISKHI SPPV [31]. В целом применение живых аттенуированных вакцин позволяет установить полный контроль за заболеванием при охвате поголовья стада более 75% [32].

Поскольку три представителя рода Capripoxvirus генетически сходны, предполагалась, что существует возможность разработать универсальную вакцину для защиты от всех трех инфекционных агентов [33, 34]. Однако на данный момент мировому научному сообществу не удалось подобрать идеальный универсальный вариант вакцины, которая могла бы индуцировать иммунный ответ у всех трех хозяев [19]. Отчасти это может быть связано с тем, что для большинства данных вакцин молекулярные механизмы аттенуации возбудителя остаются не изученными, а полные геномы вакцинных штаммов доступны не всегда. В то же время в мировой практике имеются случаи не только неточной идентификации микроорганизма, используемого в качестве вакцинного, но и применения вирулентного штамма для иммунизации по причине отсутствия информации о последовательности его генома [35].

Таким образом, информация о полных последовательностях генома как циркулирующих вирулентных, так и вакцинных штаммов каприпоксвирусов не только обеспечит безопасное применение вакцинных препаратов, но и позволит при помощи сравнительного геномного анализа выявить генетические детерминанты аттенуации и определить круг хозяев, что должно лечь в основу создания универсальной вакцины.

3. МЕТОДЫ ДИАГНОСТИКИ КАПРИПОКСВИРУСОВ

Точная и своевременная диагностика является ключевым фактором, определяющим эффективность эпидемиологического контроля вспышек заболеваний. Методические подходы к идентификации инфекционных агентов включают в себя методики, основанные на детекции как целого организма (культивирование), так и его генов (молекулярно-генетические методы, включая ПЦР и секвенирование ампликонов) или их продуктов (иммуноферментный анализ).

Диагностика на уровне вируса

Каприпоксвирусы подлежат культивированию практически на всех типах клеток животных-хозяев [36]. Наличие возбудителя приводит к развитию цитопатогенеза через несколько дней после заражения. Было показано, что культивирование может проводиться как на первичных, так и на трансформированных (вторичных) культурах клеток. Однако поскольку цитопатогенетический эффект является неспецифичным и может наблюдаться в результате действия других инфекционных агентов, как правило, требуется подтверждение присутствия каприпоксвирусов при помощи ПЦР. В то же время использование вторичных культур, способных переносить неограниченное количество пассажей, дает возможность подтверждать присутствие вируса при помощи иммуноокрашивания [37].

Интересным способом подтверждения каприпоксвирусной инфекции является электронная микроскопия, однако помимо того, что такой способ диагностики требует наличия крупного и непростого в обслуживании оборудования, он не позволяет определить видовую принадлежность вирусных частиц и может служить лишь подтверждением присутствия каприпоксвирусов в образце [38].

Cерологические тесты

Серологические тесты играют важную роль в современной диагностике, поскольку могут детектировать не только активную инфекцию, но и перенесенное заболевание, а также антитела, появившиеся у животного в результате вакцинации. Для диагностики инфекции каприпоксвирусами используются тесты на вируснейтрализующие антитела, иммуноферментный и иммунофлуоресцентный анализ. Тест на вируснейтрализующие антитела широко используется для детекции наличия антител к каприпоксвирусам как в ходе анализа вспышек заболевания, так и в ходе крупных мониторинговых исследований в эндемичных регионах [39–41]. Тем не менее тест на вируснейтрализующие антитела не позволяет дифференцировать виды каприпоксвирусов, и вывод об идентичности инфекционного агента делается на основании того, от какого животного был проведен забор крови [42].

Подходы, основанные на иммуноферментном анализе (ИФА), также активно используются в диагностике инфекций, опосредованных вирусами рода Capripoxvirus. ИФА-методики можно классифицировать по типу используемого антигена. К первой группе можно отнести подходы, использующие в качестве антигена целый инактивированный вирус [37, 43]. Эти методики показывают чувствительность и специфичность, сравнимые с тестом на вируснейтрализующие антитела, однако также не позволяют однозначно определить вид и тем более штамм каприпоксвируса [44]. Вторая группа ИФА-методик использует в качестве антигена рекомбинантные белки вируса. Наиболее часто используемым антигеном является P32, который представляет собой белок размером 32 кДа, являющийся одним из основных структурных белков оболочки вируса и обладающий высокой иммуногенностью [45]. Рекомбинантный белок или части белка P32 подлежат эффективной гетерологичной экспрессии в E. coli [46, 47]. ИФА-методика, разработанная на основе антигена P32, экспрессированного в широко применяющихся в биотехнологии дрожжах Pichia pastoris, продемонстрировала высокие значения чувствительности и специфичности (94 и 84% соответственно) [47]. Более поздние разработки, основанные на коротких синтетических пептидах белка P32, также обладают высокой специфичностью и являются многообещающими, поскольку не требуют наработки полного вирусного антигена в больших количествах [48]. Помимо P32 были попытки использовать другие белки вириона, которые также показали достаточно высокую специфичность [47].

Для детекции каприпоксвирусов, в частности вируса нодулярного дерматита КРС, был разработан и успешно использован ряд методик иммунофлуоресцентного анализа [40, 49]. Так, при использовании в качестве вторичных антител бычьих поликлональных антител, меченных флуоресцеином, метод иммунофлуоресценции показал более высокую чувствительность и специфичность, нежели тест на вируснейтрализующие антитела [50].

ПЦР-тесты

Большая часть подходов, основанных на детекции геномных последовательностей каприпоксвирусов, использует ПЦР.

Первая из созданных ПЦР-систем с помощью пары праймеров, комплементарных консервативной области гена P32, позволяла детектировать сразу все три вида каприпоксвирусов, не различая их, однако демонстрируя более высокую чувствительность, нежели ИФА [51]. Дальнейшее развитие этой группы методов (универсальных, позволяющих детектировать все три вида каприпоксвирусов) улучшило чувствительность и специфичность метода за счет использования праймеров к другим участкам генома вируса, включая ген РНК-полимеразы [52], ДНК-полимеразы [53], а также последовательности концевых инвертированных повторов [54, 55]. Описанные выше методики использовали гель-электрофорез в агарозном геле для детекции требуемого фрагмента, однако с развитием методов ПЦР в реальном времени (рвПЦР) стали появляться и рвПЦР-протоколы [56].

Одновременно с этим развивалась другая группа методов ПЦР-диагностики, позволяющая однозначно идентифицировать видовую принадлежность вируса. Был создан ряд систем, использующих полиморфизмы длин рестриктных фрагментов ампликонов (ПЦР-ПДРФ) для однозначного различения видов Capripoxvirus [46, 57, 58]. Позднее, когда появилась информация о полных последовательностях геномов каприпоксвирусов, были созданы системы, использующие вариации длин ампликонов между видами вирусов для видовой идентификации [59, 60]. Кроме того, сравнительный анализ последовательностей генома позволил разработать чрезвычайно эффективные рвПЦР протоколы, использующие для различения полиморфных вариантов анализ кривой плавления как с неспецифическим красителем [61, 62], так и с высокоспецифичными двойными зондами, работающими с использованием фёрстеровского переноса энергии флуоресценции [63]. Сравнительно недавно появились мультиплексные рвПЦР-системы, основанные на зондах (TaqMan-пробах), несущих специфический флуорофор, позволяющих таким образом быстро и надежно дифференцировать виды каприпоксвирусов в одной пробирке [64, 65].

Поскольку помимо видовой идентификации чрезвычайно важной задачей является способность различать дикие и вакцинные штаммы одного вида вирусов, был создан ряд ПЦР-тест-систем, направленных непосредственно на решение этой задачи. На первых этапах в качестве основы использовался классический вариант ПЦР или ПЦР-ПДРФ, впоследствии появились варианты, использующие детекцию в режиме реального времени [66, 67]. Отметим, что и в данном случае для подтверждения результатов теста и/или валидации методики зачастую используется секвенирование полученных ампликонов по методу Сэнгера [68]. В настоящее время в связи с активным внедрением вакцинации против каприпоксвирусных инфекций эта группа методов, позволяющая различать инфицированных и вакцинированных животных, развивается очень активно [69].

4. ПРИМЕНЕНИЕ ТЕХНОЛОГИЙ ВЫСОКОПРОИЗВОДИТЕЛЬНОГО СЕКВЕНИРОВАНИЯ ДЛЯ ДИАГНОСТИКИ ИНФЕКЦИЙ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ

Технологии высокопроизводительного секвенирования следующего поколения (NGS), стремительно подешевевшие за последнее десятилетие, стали мощным инструментом, позволившим идентифицировать и получить информацию о последовательностях геномов новых и известных вирусов при помощи анализа метавирома (т.е. всех вирусов, содержащихся в данном образце биоматериала) [70]. Основным достоинством метавиромики является отсутствие необходимости наличия нулевой гипотезы для тестирования биоматериала на присутствие того или иного возбудителя [71]. Важным преимуществом NGS перед другими методами является возможность быстро получить последовательность полного генома вируса, не прибегая к культивированию. Таким образом, NGS является наиболее перспективным подходом не только в тех случаях, когда стандартными тестами не удается установить природу инфекционного агента, но и в тех, когда проявления заболевания указывают на присутствие дополнительной ко-инфекции неизвестной этиологии. К наиболее ярким примерам применения NGS в ветеринарии сельскохозяйственных можно отнести выявление вируса Шмалленберга у КРС [72], а также открытие нового парвовируса свиней [73]. Несмотря на то что технологии NGS активно используются в медицине для идентификации и получения детальной информации о геномах патогенов [74], их использование в клинической ветеринарии является ограниченным. Отчасти это объясняется тем, что на данный момент практически отсутствуют универсальные методики пробообработки и обработки данных, которые были бы применимыми для широкого круга типов образцов и хозяев. Кроме того, классические варианты анализа метавиромных образцов подразумевают обогащение образца метагеномной ДНК генетическим материалом вирусов и/или бактерий. Методики такого обогащения весьма разнообразны, индивидуальны, а также зачастую недешевы и трудно масштабируемы [75, 76]. С другой стороны, при относительно невысокой стоимости секвенирования как такового последовательности хозяина могут быть легко удалены биоинформатически [77, 78], позволяя проводить секвенирование образца напрямую, без предварительного обогащения.

В контексте каприпоксвирусных инфекций единственным на данный момент исследованием, использующим методы метагеномики для получения последовательности вируса, является работа [79], где использовалось комбинированное секвенирование при помощи технологии длинных прочтений (Oxford Nanopore Technologies, Великобритания) и высокопараллельных коротких прочтений (Illumina, США) для секвенирования и сборки геномов вирусов оспы овец и коз непосредственно из клинических образцов назальных мазков. При помощи анализа полученных последовательностей геномов удалось подтвердить гипотезу о том, что вирус оспы овец является частично аттенуированным, а вирус оспы коз, напротив, контагиозным и вирулентным [79].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Каприпоксвирусные инфекции в настоящее время являются серьезной и возрастающей угрозой развитию сельского хозяйства. Распространение инфекции из эндемичных районов Африки и Центральной Азии на Россию и Европу создает необходимость развития как средств эффективной молекулярной диагностики, так и средств борьбы с заболеваниями, в частности создания эффективных и универсальных вакцин. Для развития и той и другой области необходимо наличие геномной информации о штаммах каприпоксвирусов, циркулирующих в России и сопредельных странах. Это даст возможность, во-первых, лучше понять механизмы вирулентности и определения круга хозяев для диких и, напротив, механизмы аттенуации для вакцинных штаммов. Во-вторых, методы полногеномной филогении помогут лучше отследить пути передачи вируса и механизмы возникновения новых штаммов, что является краеугольным камнем мониторинга и контроля над заболеванием в масштабах страны.

Развитие технологий NGS в последние десятилетие позволило ученым получать информацию о метавиромах, т.е. о последовательностях геномов всех вирусов, содержащихся в образце. Это открывает большие перспективы в диагностике, поскольку позволяет не только детектировать известные варианты патогенов, но и описывать новые, а также анализировать случаи ко-инфекции. Кроме того, секвенирование клинических образцов позволит создать базу данных полных геномных последовательностей вирусов, которая может лечь в основу системы широкого мониторинга, разработки точных средств молекулярно-генетической диагностики и создания новых, возможно, универсальных для всех каприпоксвирусных инфекций вакцинных препаратов. Растущая доступность технологий NGS позволяет предположить, что именно они в перспективе займут место традиционных молекулярно-генетических и серологических средств идентификации инфекционных агентов.

Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение № 075-15-2021-1054).

Список литературы

  1. Amer B., Baidoo E.E.K. // Front. Bioeng. Biotechnol. 2021. V. 9. P. 613307. https://doi.org/10.3389/fbioe.2021.613307

  2. Wafi A., Mirnezami R. // Methods. 2018. V. 151. P. 3. https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2018.05.009

  3. Guillemin N., Horvatić A., Kuleš. J et al. // Mol. Biosyst. 2016. V. 12. № 7. P. 2036. https://doi.org/10.1039/c6mb00220j

  4. Akçan R., Taştekin B., Yildirim M.Ş. et al. // Turk. J. Med. Sci. 2020. V. 50. № 5. P. 1480. https://doi.org/10.3906/sag-1912-197

  5. Sleator R.D., Shortall C., Hill C. // Lett. Appl. Microbiol. 2008. V. 47. № 5. P. 361. https://doi.org/10.1111/j.1472-765X.2008.02444.x

  6. Daszak P., Cunningham A.A., Hyatt A.D. // Science. 2000. V. 287. № 5452. P. 443. https://doi.org/10.1126/science.287.5452.443

  7. Weaver S.C., Reisen W.K. // Antiviral Res. 2010. V. 85. № 2. P. 328. https://doi.org/10.1016/j.antiviral.2009.10.008

  8. Wang Q., Vlasova A.N., Kenney S.P. et al. // Curr. Opin. Virol. 2019. V. 34. P. 39. https://doi.org/10.1016/j.coviro.2018.12.001

  9. Babiuk S., Bowden T.R., Boyle D.B. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2008. V. 55. № 7. P. 263. https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2009.01067.x

  10. Daoud J.A. // Trop. Anim. Health Prod. 1997. V. 29. № 4. P. 251. https://doi.org/10.1007/BF02632317

  11. Oğuzoğlu T.Ç., Alkan F., Ozkul A. et al. // Vet. Res. Commun. 2006. V. 30. № 8. P. 965. https://doi.org/10.1007/s11259-006-3259-7

  12. Bhanuprakash V., Indrani B.K., Hosamani M. et al. // Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 2006. V. 29. № 1. P. 27. https://doi.org/10.1016/j.cimid.2005.12.001

  13. Zheng M., Liu Q., Jin N. et al. // Mol. Cell. Probes. 2007. V. 21. № 4. P. 276. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2007.01.005

  14. Mercier A., Arsevska E., Bournez L. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2018. V. 65. № 1. P. 240. https://doi.org/10.1111/tbed.12624

  15. Krotova A., Shalina K., Mazloum A. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2022. https://doi.org/10.1111/tbed.14727

  16. Maksyutov R.A., Gavrilova E.V., Agafonov A.P. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2015. V. 62. № 4. P. 453. https://doi.org/10.1111/tbed.12176

  17. Kahana-Sutin E., Klement E., Lensky I. et al. // Med. Vet. Entomol. 2017. V. 31. № 2. P. 150. https://doi.org/10.1111/mve.12217

  18. Sprygin A., Pestova Y., Wallace D.B. et al. // Virus Res. 2019. V. 269. P. 197637. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2019.05.015

  19. Hamdi J., Munyanduki H., Omari Tadlaoui K. et al. // Microorganisms. 2021. V. 9. № 5. P. 902. https://doi.org/10.3390/microorganisms9050902

  20. Tulman E.R., Afonso C.L., Lu Z. et al. // J. Virol. 2002. V. 76. № 12. P. 6054. https://doi.org/10.1128/jvi.76.12.6054-6061.2002

  21. Gershon P.D., Black D.N. // Virology. 1988. V. 164. № 2. P. 341. https://doi.org/10.1016/0042-6822(88)90547-8

  22. Moss B. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2013. V. 5. № 9. P. a010199. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a010199

  23. Kumar A., Venkatesan G., Hosamani M. et al. // Gene. 2022. V. 810. P. 146085. https://doi.org/10.1016/j.gene.2021.146085

  24. Bamouh Z., Fellahi S., Khayi S. et al. // Microbiol. Resour. Announc / Ed. Stedman K.M. 2021. V. 10. № 30. P. e00440. https://doi.org/10.1128/MRA.00440-21

  25. Biswas S., Noyce R.S., Babiuk L.A. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2020. V. 67. № 1. P. 80. https://doi.org/10.1111/tbed.13322

  26. Van Rooyen P.J., Munz E.K., Weiss K.E. // Onderstepoort. J. Vet. Res. 1969. V. 36. № 2. P. 165.

  27. Tuppurainen E.S.M., Oura C. A. L. // Transbound. Emerg. Dis. 2012. V. 59. № 1. P. 40.

  28. Katsoulos P.-D., Chaintoutis S.C., Dovas C.I. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2018. V. 65. № 1. P. 174.

  29. Babiuk S., Bowden T.R., Parkyn G. et al. // J. Gen. Virol. Microbiol. Soc. 2009. V. 90. № 1. P. 105.

  30. Emerging and Re-emerging Infectious Diseases of Livestock / Ed. Bayry J. Springer, 2017.

  31. Amanova Z., Zhugunissov K., Barakbayev K. et al. // Vaccines. 2021. V. 9. № 8. P. 912. https://doi.org/10.3390/vaccines9080912

  32. Calistri P., DeClercq K., Gubbins S. et al. // EFSA J. 2019. V. 17. № 3. P. e05638.

  33. Kitching R.P. // Dev. Biol. 2003. V. 114. P. 161.

  34. Kitching P. // Vaccine. 1983. V. 1. № 1. P. 4.

  35. Longbottom D., Sait M., Livingstone M. et al. // Vaccine. 2018. V. 36. № 25. P. 3593. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2018.05.042

  36. Tuppurainen E.S.M., Venter E.H., Coetzer J.A.W. // Onderstepoort J. Vet. Res. AOSIS. 2005. V. 72. № 2. P. 153. https://doi.org/10.4102/ojvr.v72i2.213

  37. Babiuk S., Wallace D.B., Smith S.J. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2009. V. 56. № 4. P. 132. https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2009.01067.x

  38. Kitching R.P., Smale C. // Res. Vet. Sci. 1986. V. 41. № 3. P. 425.

  39. Boshra H., Truong T., Babiuk S. et al. // PLOS One. 2015. V. 10. № 10. P. e0140328. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0140328

  40. Gari G., Grosbois V., Waret-Szkuta A. et al. // Acta Trop. 2012. V. 123. № 2. P. 101. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2012.04.009

  41. Roy P., Purushothaman V., Sreekumar C. et al. // Res. Vet. Sci. 2008. V. 85. № 3. P. 617. https://doi.org/10.1016/j.rvsc.2008.03.011

  42. Fentie T., Fenta N., Leta S. et al. // BMC Vet. Res. 2017. V. 13. № 1. P. 385. https://doi.org/10.1186/s12917-017-1312-0

  43. Bhanuprakash V., Hosaman M., Juneja S. et al. // J. Appl. Anim. Res. 2006. V. 30. № 2. P. 177.

  44. Rhazi H., Mikou K., Sadeqy Y. et al. // J. Immunol. Methods. 2022. V. 502. P. 113226. https://doi.org/10.1016/j.jim.2022.113226

  45. Chand P. Molecular and immunological characterisation of a major envelope protein of capripoxvirus. University of Surrey, 1992.

  46. Heine H.G., Stevens M.P., Foord A.J. et al. // J. Immunol. Methods. 1999. V. 227. № 1. P. 187. https://doi.org/10.1016/s0022-1759(99)00072-1

  47. Bowden T.R., Coupar B.E., Babiuk S.L. et al. // J. Virol. Methods. 2009. V. 161. № 1. P. 19. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2009.04.031

  48. Tian H., Chen Y., Wu J. et al. // Virol. J. 2010. V. 7. № 1. P. 245. https://doi.org/10.1186/1743-422X-7-245

  49. Abera Z., Degefu H., Gari G. et al. // BMC Vet. Res. 2015. V. 11. № 1. P. 135. https://doi.org/10.1186/s12917-015-0432-7

  50. Gari G., Biteau-Coroller F., LeGoff C. et al. // Vet. Microbiol. 2008. V. 129. № 3. P. 269. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2007.12.005

  51. Ireland D.C., Binepal Y.S. // J. Virol. Methods. 1998. V. 74. № 1. P. 1. https://doi.org/10.1016/s0166-0934(98)00035-4

  52. Mangana-Vougiouka O., Markoulatos P., Koptopoulos G. et al. // Mol. Cell. Probes. 2000. V. 14. № 5. P. 305. https://doi.org/10.1006/mcpr.2000.0319

  53. Balamurugan V., Jayappa K.D., Hosamani M. et al. // J. Vet. Diagn. Invest. 2009. V. 21. № 2. P. 225. https://doi.org/10.1177/104063870902100208

  54. Mangana-Vougiouka O., Markoulatos P., Koptopoulos G. et al. // J. Virol. Methods. 1999. V. 77. № 1. P. 75. https://doi.org/10.1016/s0166-0934(98)00138-4

  55. Markoulatos P., Mangana-Vougiouka O., Koptopoulos G. et al. // J. Virol. Methods. 2000. V. 84. № 2. P. 161. https://doi.org/10.1016/s0166-0934(99)00141-x

  56. Haegeman A., Zro K., Vandenbussche F. et al. // J. Virol. Methods. 2013. V. 193. № 2. P. 446. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2013.07.010

  57. Hosamani M., Mondal B., Tembhurne P.A. et al. // Virus Genes. 2004. V. 29. № 1. P. 73. https://doi.org/10.1023/B:VIRU.0000032790.16751.13

  58. Venkatesan G., Balamurugan V., Yogisharadhya R. et al. // Virol. Sin. 2012. V. 27. № 6. P. 352. https://doi.org/10.1007/s12250-012-3277-2

  59. Lamien C.E., Le Goff C., Silber R. et al. // Vet. Microbiol. 2011. V. 149. № 1. P. 30. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2010.09.038

  60. Zhao Z., Wu G., Yan X. et al. // BMC Vet. Res. 2017. V. 13. № 1. P. 278. https://doi.org/10.1186/s12917-017-1179-0

  61. Gelaye E., Lamien C.E., Silber R. et al. // PLOS One. 2013. V. 8. № 10. P. e75971. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0075971

  62. Pestova Y., Byadovskaya O., Kononov A. et al. // Mol. Cell. Probes. 2018. V. 41. P. 57. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2018.08.003

  63. Lamien C.E., Lelenta M., Goger W. et al. // J. Virol. Methods. 2011. V. 171. № 1. P. 134. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2010.10.014

  64. Wolff J., Beer M., Hoffmann B. // Microorganisms. 2021. V. 9. № 4. P. 765. https://doi.org/10.3390/microorganisms9040765

  65. Wang H., Kong Y., Mei L. et al. // J. AOAC Int. 2021. V. 104. № 5. P. 1389. https://doi.org/10.1093/jaoacint/qsab040

  66. Vidanović D., Šekler M., Petrović T. et al. // Acta Vet. (Beogr.). 2016. V. 66. № 4. P. 444.

  67. Sprygin A., Pestova Y., Prutnikov P. et al. // Transbound. Emerg. Dis. 2018. V. 65. № 5. P. 1137.https://doi.org/10.1111/tbed.12897

  68. Kononov A., Byadovskaya O., Kononova S. et al. // Arch. Virol. 2019. V. 164. № 6. P. 1575. https://doi.org/10.1007/s00705-019-04229-6

  69. Vidanović D., Tešović B., Šekler M. et al. // Microorganisms. 2021. V. 9. № 6. P. 1234. https://doi.org/10.3390/microorganisms9061234

  70. Handelsman J. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2004. V. 68. № 4. P. 669.

  71. Martínez-Porchas M., Vargas-Albores F. // Rev. Aquac. 2017. V. 9. № 1. P. 42.

  72. Hoffmann B., Scheuch M., Höper D. et al. // Emerg. Infect. Dis. 2012. V. 18. № 3. P. 469.

  73. Blomström A.-L., Belák S., Fossum C. et al. // Virus Res. 2009. V. 146. № 1. P. 125.

  74. Deurenberg R.H., Bathoorn E., Chlebowicz M.A. et al. // J. Biotechnol. 2017. V. 243. P. 16.

  75. Bhatta T.R., Chamings A., Alexandersen S. // Viruses. 2021. V. 13. № 8. P. 1608.

  76. Yigit E., Feehery G.R., Langhorst B.W. et al. // Curr. Protoc. Mol. Biol. 2016. V. 115. № 1. P. 7.26.1. https://doi.org/10.1002/cpmb.12

  77. Liu Y., Bible P.W., Zou B. et al. // Bioinformatics. 2020. V. 36. № 5. P. 1577. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btz790

  78. Clarke E.L., Taylor L.J., Zhao C. et al. // Microbiome. 2019. V. 7. № 1. P. 46. https://doi.org/10.1186/s40168-019-0658-x

  79. Wolff J., King J., Moritz T. et al. // Viruses. 2020. V. 12. № 10. P. 1098. https://doi.org/10.3390/v12101098

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Российские нанотехнологии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал