Нейрохимия, 2021, T. 38, № 1, стр. 21-28

Модуляция показателей окислительного стресса и тиол-дисульфидного баланса в структурах мозга производными пантотеновой кислоты в экспериментальной модели болезни Паркинсона

Д. С. Семенович 1, Е. П. Лукиенко 1, Н. П. Канунникова 2

1 Институт биохимии биологически активных соединений НАН Беларуси
Гродно, Беларусь

2 Гродненский государственный университет им. Я. Купалы
Гродно, Беларусь

Поступила в редакцию 03.08.2020
После доработки 10.10.2020
Принята к публикации 25.10.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

Проведено исследование изменений показателей свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного статуса в структурах головного мозга в экспериментальной модели болезни Паркинсона (БП) на крысах, осуществляемой посредством введения животным ротенона. В качестве нейромодуляторов использовали производные пантотеновой кислоты – пантенол (ПЛ), пантетин (ПТ) и гомопантотеновую кислоту (ГПК). Установлено, что нарушения окислительно-восстановительного баланса в мозге при действии ротенона сопровождаются не только активацией свободнорадикальных процессов, но и выраженным угнетением антиоксидантной защиты, проявляющимся в уменьшении общей антиоксидантной активности, значительном снижении восстановительного потенциала системы глутатиона и усилении глутатионилирования белков. Эти изменения проявляются в наибольшей степени в базальных ганглиях мозга. ПЛ и ПТ, но не ГПК уменьшают изменения свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного баланса в структурах мозга. Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ, осуществляемые во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА на фоне экспериментального нейротоксикоза, очевидно, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса.

Ключевые слова: экспериментальный нейротоксикоз, структуры мозга, болезнь Паркинсона, окислительный стресс, система глутатиона, тиол-дисульфидный баланс, S-глутатионилирование белков, пантенол, пантетин, гомопантотеновая кислота

ВВЕДЕНИЕ

В настоящее время болезнь Паркинсона (БП) является одним из наиболее распространенных нейродегенеративных заболеваний среди людей старших возрастных групп. Симптомы БП развиваются вследствие селективной гибели ДА-нейронов в черной субстанции среднего мозга, связанной с образованием избытка свободных радикалов и развитием окислительного стресса [1, 2]. Роль свободнорадикальных продуктов и окислительного стресса в процессах нейродегенерации, в частности при БП, изучена достаточно полно, тогда как исследование систем поддержания редокс-баланса начало привлекать внимание исследователей только в последние годы [37], особенно после обобщения данных о том, что применение различных антиоксидантов с целью связывания избытка свободных радикалов в нервной ткани показало высокую эффективность в условиях эксперимента, но выявило недостаточную эффективность антиоксидантной терапии в условиях клиники. Исходя из этого, изучение изменений антиоксидантной защиты и тиол-дисульфидного баланса при БП и других видах нейродегенеративных нарушений приобретают все большую актуальность.

Доказательством важной роли восстановительного потенциала системы глутатиона в развитии окислительного стресса в мозге является уменьшение содержания GSH в посмертных образцах ткани мозга пациентов с БП по сравнению с тканью мозга пациентов без неврологической симптоматики [8]. Активация систем антиоксидантной защиты, которая сопровождается повышением уровня GSH, защищает ДА-нейроны от гибели [9]. Установлены нарушения системы редокс потенциала системы глутатиона в экспериментальной модели БП на крысах, вызванной введением ротенона [10].

Маркерами окислительного стресса, которые наиболее часто обнаруживаются в посмертных экстрактах тканей пациентов с БП, являются белковые карбонилы, аддукты липопереокисления, продукты окисления ДНК [11]. Однако до сих пор не совсем ясно, являются ли эти изменения причиной или следствием нарушения функций белков и клеточных процессов. К настоящему времени накоплено много доказательств в пользу того, что ковалентные модификации цистеиновых остатков могут более эффективно влиять на повреждения тканей при окислительном стрессе при нейродегенеративных патологиях человека, чем реакции, связанные со свободными радикалами [12]. Реакции глутатионилирования/деглутатионилирования регулируются за счет экспрессии и активности глутаредоксина (Grx) и доступности субстрата GSH, который необходим для химического восстановления Grx.

Исходя из этого, мы провели исследование изменений показателей свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного статуса в структурах головного мозга в экспериментальной модели БП на крысах, осуществляемой посредством введения животным ротенона. В качестве нейромодуляторов использовали производные пантотеновой кислоты, которые проявили нейропротекторную активность в моделях алюминиевого нейротоксикоза, ишемии-реперфузии мозга и других [13].

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Экспериментальные модели были выполнены на самках крыс линии Wistar CRL: (WI) WUBR массой 180–200 г, содержавшихся в стандартных условиях вивария в соответствии с существующими нормами содержания лабораторных животных.

Ротенон (Р) вводили ежедневно в течение 6 нед. (2.5 мг/мг, подкожно, растворитель – смесь DMSO с подсолнечным маслом) [14]. С 5 нед. эксперимента на протяжении 14 дней ежедневно вводили производные пантотеновой кислоты (200 мг/кг, внутрижелудочно) – D-пантенол (ПЛ), D-пантетин (ПТ) и гомопантотенат кальция (ГПК). Крысам контрольной группы вводили раствор DMSO в подсолнечном масле. На 43-й день эксперимента крыс декапитировали, извлекали головной мозг и препарировали на холоде, выделяя базальные ганглии, большие полушария и гиппокамп. Ткани помещали в жидкий азот и хранили при температуре –82°С.

Окислительный стресс оценивали по общей антиоксидантной активности (ОАА), определяемой по восстановлению катион-радикалов 2-2'-азино-бис–(3-этил-бензотиазолилсульфоновой кислоты) [15], количеству общих гидропероксидов, измеряемых колориметрическим методом с применением ксиленолового оранжевого [16]. При определении конечных продуктов перекисного окисления липидов использовали методические указания [17, 18], которые позволяют выявлять содержание свободных и белковосвязанных тиобарбитурат-реагирующих соединений (ТБКРС), а также спонтанный и железоаскорбат-индуцированный уровни ТБКРС.

Для определения содержания белковых тиолов (PSH) и дисульфидов (PSSP) в гомогенате ткани использовали спектрофотометрический метод с использованием реактива Эллмана [19, 20].

Содержание общего, восстановленного и окисленного глутатиона определяли ферментативным рециклическим методом с использованием глутатионредуктазы [21, 22]. Активность глутатионпероксидазы (GPx, КФ 1.11.1.9), глутатион-S-трансферазы (GST, КФ 2.5.1.18) и глутатионредуктазы (GR, КФ 1.6.4.2) определяли кинетическими спектрофотометрическими методами [2325] соответственно. Содержание S-глутатионилированных белков определяли спектрофлуориметрическим методом [26].

Статистическую обработку экспериментальных данных выполняли с использованием программ Microsoft Excel 2016, GraphPad Prism 6.0. Экспериментальные данные представляли в виде M ± SEM, где М – среднее значение, SEM – стандартная ошибка среднего. Достоверность межгрупповых различий оценивали используя однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA) с применением теста Тьюки. Во всех случаях статистически значимыми считали различия при значении р < 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Длительное введение крысам ротенона привело к активации ПОЛ, о чем свидетельствует повышение содержания всех изученных нами фракций ТБКРС в структурах мозга (табл. 1). Наболее выраженное повышение содержания ТБКРС отмечалось в базальных ганглиях: белковосвязанных форм ТБКРС на 41%, спонтанного уровня ТБКРС на 31% и Fe/аскорбат-индуцированного уровня на 28% (p < 0.05), тогда как в гиппокампе содержание всех форм ТБКРС повысилось на 35–34–16–46%, в больших полушариях – на 17– 16–9–28% соответственно. Это подтверждает данные литературы о преимущественном повреждающем действии ротенона на базальные ганглии [1, 14]. ПЛ и ПТ способствовали достоверному снижению содержания всех форм ТБКРС до уровня контроля во всех структурах мозга. Введение ГПК крысам на фоне ротенона не привело к заметным изменениям содержания всех изученных форм ТБКРС.

Таблица 1.

Содержание ТБКРС в структурах мозга при введении ротенона (2.5 мг/кг, п/к, 6 нед.) и производных пантотеновой кислоты (200 мг/кг, в/ж, 5–6 нед. эксперимента), (M ± SEM, n = 8)

Группы ТБКРС, нмоль/мг белка
свободные белковосвязанные спонтанный уровень Fe2+/аскорбат-индуцированный уровень
Большие полушария
Контроль 0.576 ± 0.027 8.552 ± 0.039 5.124 ± 0.036 14.12 ± 0.28
Р 0.776 ± 0.025* 11.446 ± 0.042* 5.920 ± 0.035* 20.56 ± 0.34*
Р + ПЛ 0.520 ± 0.031*# 8.439 ± 0.044# 5.226 ± 0.033# 17.08 ± 0.29*#
Р + ПТ 0.626 ± 0.045* 8.135 ± 0.044# 5.304 ± 0.030# 17.89 ± 0.30*#
Р + ГПК 0.750 ± 0.042* 11.562 ± 0.040* 5.945 ± 0.042* 19.56 ± 0.32*
Базальные ганглии
Контроль 0.582 ± 0.012 8.492 ± 0.038 4.540 ± 0.030 16.08 ± 0.32
Р 0.942 ± 0.013* 14.370 ± 0.037* 6.748 ± 0.023* 22.47 ± 0.30*
Р + ПЛ 0.704 ± 0.015*# 9.274 ± 0.028*# 5.298 ± 0.020*# 19.87 ± 0.54*#
Р + ПТ 0.768 ± 0.019*# 8.362 ± 0.025# 5.522 ± 0.020*# 20.92 ± 0.42*
Р + ГПК 0.904 ± 0.015* 13.994 ± 0.040* 6.650 ± 0.029* 21.32 ± 0.65*
Гиппокамп
Контроль 0.508 ± 0.012 7.752 ± 0.022 4.792 ± 0.024 15.32 ± 0.24
Р 0.596 ± 0.013* 8.984 ± 0.020* 5.229 ± 0.023* 19.69 ± 0.30*
Р + ПЛ 0.495 ± 0.012# 8.865 ± 0.030* 5.122 ± 0.020* 17.08 ± 0.30*#
Р + ПТ 0.556 ± 0.032 8.921 ± 0.021* 5.168 ± 0.030* 18.86 ± 0.52*
Р + ГПК 0.605 ± 0.020* 8.919 ± 0.020* 5.246 ± 0.031* 20.11 ± 0.31*

Примечание: * р < 0.05 по отношению к контролю, # p < 0.05 по отношению к ротенону.

Подтверждением наличия окислительного стресса при действии ротенона явилось повышение содержания общих гидропероксидов и снижение ОАА в структурах мозга крыс (табл. 2). Наиболее выраженные изменения также были отмечены в базальных ганглиях, где наблюдалось увеличение гидропероксидов на 28% и снижение ОАА на 16%, в то время как содержание гидропероксидов повысилось на 22 и 18%, ОАА снизилась на 8 и 5% в гиппокампе и больших полушариях соответственно. Введение животным ПТ и ПЛ на фоне ротенона способствовало нормализации данных показателей, тогда как влияние ГПК было значительно слабее.

Таблица 2.

Содержание общих гидропероксидов и общая антиоксидантная активность в структурах мозга при хроническом введении ротенона (2.5 мг/кг, п/к, 6 нед.) и производных пантотеновой кислоты (200 мг/кг, в/ж, 5–6 нед. эксперимента), (M ± SEM, n = 8)

Группы ROOH, нмоль/мг белка ОАА, нмоль экв. GSH/мг белка
Большие полушария
Контроль 22.36 ± 0.61 81.42 ± 2.70
Р 27.35 ± 0.58* 75.12 ± 2.32*
Р + ПЛ 24.29 ± 0.45*# 78.62 ± 2.29*#
Р + ПТ 25.16 ± 0.44*# 75.12 ± 2.24*
Р + ГПК 28.11 ± 0.60* 75.87 ± 2.52*
Базальные ганглии
Контроль 28.78 ± 0.36 86.55 ± 2.40
Р 39.72 ± 0.40* 73.12 ± 2.46*
Р + ПЛ 33.43 ± 0.38*# 82.88 ± 2.39*#
Р + ПТ 32.57 ± 0.30*# 79.10 ± 2.38*#
Р + ГПК 40.21 ± 0.52* 75.41 ± 2.37*
Гиппокамп
Контроль 28.23 ± 0.32 82.10 ± 2.12
Р 33.42 ± 0.30* 78.29 ± 2.23*
Р + ПЛ 33.12 ± 0.31* 78.65 ± 2.24*
Р + ПТ 33.89 ± 0.31* 77.05 ± 2.21*
Р + ГПК 34.92 ± 0.68* 78.49 ± 2.62*

Примечание: * р < 0.05 по отношению к контролю, # p < 0.05 по отношению к ротенону.

Изучение изменений системы глутатиона показало, что введение ротенона сопровождалось снижением содержания GSH на 24%, повышением уровня GSSG на 11% и снижением соотношения GSH/GSSG на 32% в базальных ганглиях (табл. 3). В гиппокампе уровень GSH и соотношение GSH/GSSG снизились на 10 и 20%, а содержание GSSG повысилось на 14%. В больших полушариях содержание GSH при этом снизилось лишь на 5% и соотношение GSH/GSSG – на 8% при отсутствии изменений уровня GSSG. Введение ПЛ и ПТ на фоне ротенона способствовало восстановлению уровня GSH и GSSG, а также соотношения GSH/GSSG в базальных ганглиях и других изученнных структурах мозга. Действие ГПК было более слабым.

Таблица 3.

Содержание восстановленного и окисленного глутатиона в структурах мозга при хроническом введении ротенона (2.5 мг/кг, п/к, 6 нед.) и производных пантотеновой кислоты (200 мг/кг, в/ж, 5–6 нед. эксперимента), (M ± SEM, n = 8)

Группы GSH, нмоль/мг белка GSSG, нмоль/мг белка GSH/GSSG
Большие полушария
Контроль 18.26 ± 0.41 0.115 ± 0.004 160.78 ± 4.2
Р 17.42 ± 0.36* 0.121 ± 0.005 146.53 ± 3.9*
Р + ПЛ 18.52 ± 0.44 0.111 ± 0.004 164.12 ± 3.7#
Р + ПТ 18.39 ± 0.41 0.108 ± 0.006 168.67 ± 4.1#
Р + ГПК 18.12 ± 0.39 0.117 ± 0.005 156.87 ± 4.8#
Базальные ганглии
Контроль 25.87 ± 0.51 0.110 ± 0.004 236.34 ± 3.8
Р 19.54 ± 0.49* 0.124 ± 0.005* 160.58 ± 4.3*
Р + ПЛ 22.89 ± 0.46*# 0.116 ± 0.004# 194.73 ± 5.1*#
Р + ПТ 21.76 ± 0.48*# 0.114 ± 0.005# 193.88 ± 4.5*#
Р + ГПК 20.15 ± 0.52* 0.112 ± 0.006# 180.91 ± 3.9*#
Гиппокамп
Контроль 21.35 ± 0.38 0.107 ± 0.003 198.68 ± 3.9
Р 19.12 ± 0.40* 0.122 ± 0.005* 158.72 ± 4.6*
Р + ПЛ 21.52 ± 0.41 0.100 ± 0.004# 214.50 ± 3.8*#
Р + ПТ 21.69 ± 0.39 0.098 ± 0.005# 218.38 ± 3.7*#
Р + ГПК 21.41 ± 0.42 0.104 ± 0.003# 210.84 ± 4.2*#

Примечание: * р < 0.05 по отношению к контролю, # p < 0.05 по отношению к ротенону.

Введение ротенона способствовало увеличению активности глутатионредуктазы, глутатион-S-трансферазы и глутатионпероксидазы в структурах мозга (табл. 4). В базальных ганглиях эти изменения были более выраженными, чем в других структурах: активность GST повысилась на 15%, GPx – на 20%, GR – на 30% (р < 0.05) выше значений в контрольной группе (p < 0.05). Введение животным предшественников биосинтеза КоА ПЛ и ПТ приводило к снижению активности данных ферментов, не достигшему, однако, уровня контроля. ГПК практически не оказал влияния на их активность.

Таблица 4.

Активность ферментов окислительно-восстановительных превращений глутатиона в структурах мозга крыс при хроническом введении ротенона (2.5 мг/кг, п/к, 6 нед.) и производных пантотеновой кислоты (200 мг/кг, в/ж, 5–6 нед. эксперимента), (M ± SEM, n = 8)

Группы GR, нмоль GSH/мин/мг белка GST, нмоль GSH-CDNB коньюгатов /мин/мг белка GPx (t-BHP), нмоль NADHP/мин/мг белка
Большие полушария
Контроль 36.21 ± 0.29 65.11 ± 0.41 28.96 ± 0.32
Р 40.34 ± 0.27* 70.36 ± 0.46* 32.01 ± 0.28*
Р + ПЛ 37.16 ± 0.26*# 68.27 ± 0.39# 31.25 ± 0.30#
Р + ПТ 37.26 ± 0.28*# 67.79 ± 0.42# 30.65 ± 0.29#
Р + ГПК 39.98 ± 0.30* 71.12 ± 0.42* 32.36 ± 0.33*
Базальные ганглии
Контроль 30.19 ± 0.33 59.73 ± 0.45 32.63 ± 0.29
Р 39.65 ± 0.30* 70.36 ± 0.49* 39.23 ± 0.28*
Р + ПЛ 35.16 ± 0.31*# 64.36 ± 0.48*# 33.21 ± 0.26#
Р + ПТ 34.72 ± 0.29*# 61.83 ± 0.41*# 31.96 ± 0.28#
Р + ГПК 39.33 ± 0.31* 68.17 ± 0.46* 40.10 ± 0.32*
Гиппокамп
Контроль 31.63 ± 0.30 61.31 ± 0.42 31.42 ± 0.30
Р 35.87 ± 0.34* 68.25 ± 0.44* 36.61 ± 0.31*
Р + ПЛ 34.12 ± 0.28*# 65.12 ± 0.40*# 33.65 ± 0.29*#
Р + ПТ 33.26 ± 0.28*# 64.52 ± 0.41*# 33.12 ± 0.30*#
Р + ГПК 35.61 ± 0.36* 69.32 ± 0.44* 36.42 ± 0.33*

Примечание: * р < 0.05 по отношению к контролю, # p < 0.05 по отношению к ротенону.

В отношении белковых тиолов и дисульфидов воздействие ротенона также было более выраженным в базальных ганглиях, где наблюдалось снижение содержания PSH на 19% и увеличение содержания PSSP на 30% со снижением соотношения PSH/PSSP на 42%, тогда как в больших полушариях и гиппокампе эти показатели изменились на 10–25–30% и 3–18–20% соответственно (табл. 5). Обращает на себя внимание тот факт, что если в базальных ганглиях нормализующее действие на уровень белковых тиолов и дисульфидов оказали только ПЛ и ПТ, то в больших полушариях и гиппокампе показатели белкового тиол-дисульфидного баланса возвратились к контрольным значениям при действии всех изученных нами производных пантотеновой кислоты.

Таблица 5.

Содержание белковых тиолов и дисульфидов, глутатионилированных белков в структурах мозга при хроническом введении ротенона (2.5 мг/кг, п/к, 6 нед.) и производных пантотеновой кислоты (200 мг/кг, в/ж, 5–6 нед. эксперимента), (M ± SEM, n = 8)

Группы PSH,
мкмоль/г ткани
PSSP,
мкмоль/г ткани
PSH/PSSP PSSG, нмоль/мг белка
Большие полушария
Контроль 10.12 ± 0.78 4.12 ± 0.51 2.64 ± 0.41 0.495 ± 0.015
Р 9.16 ± 0.56* 5.17 ± 0.60* 1.83 ± 0.49* 0.592 ± 0.018*
Р + ПЛ 10.28 ± 0.68# 4.21 ± 0.62# 2.53 ± 0.53# 0.515 ± 0.016#
Р + ПТ 10.06 ± 0.72# 4.38 ± 0.64# 2.41 ± 0.55# 0.506 ± 0.015#
Р + ГПК 10.34 ± 0.70# 4.05 ± 0.52# 2.58 ± 0.60# 0.531 ± 0.014*
Базальные ганглии
Контроль 10.66 ± 0.64 4.23 ± 0.48 2.62 ± 0.51 0.567 ± 0.019
Р 8.65 ± 0.69* 6.05 ± 0.56* 1.53 ± 0.64* 0.884 ± 0.025*
Р + ПЛ 10.21 ± 0.67# 4.48 ± 0.52# 2.36 ± 0.59# 0.724 ± 0.021*#
Р + ПТ 9.84 ± 0.55* 4.33 ± 0.45# 2.21 ± 0.45# 0.689 ± 0.020*#
Р + ГПК 8.59 ± 0.72* 5.19 ± 0.59# 1.55 ± 0.41* 0.898 ± 0.026*#
Гиппокамп
Контроль 10.33 ± 0.54 4.10 ± 0.42 2.61 ± 0.63 0.511 ± 0.028
Р 9.98 ± 0.45* 4.86 ± 0.43 2.08 ± 0.51* 0.603 ± 0.016*
Р + ПЛ 10.42 ± 0.60 4.01 ± 0.50 2.58 ± 0.43 0.523 ± 0.011#
Р + ПТ 10.51 ± 0.52 4.21 ± 0.51 2.51 ± 0.55 0.509 ± 0.012#
Р + ГПК 10.39 ± 0.54 4.12 ± 0.52 2.64 ± 0.60 0.610 ± 0.020*

Примечание: * р < 0.05 по отношению к контролю, # p < 0.05 по отношению к ротенону.

Изменения в системе глутатиона и белковых тиолов и дисульфидов при действии ротенона сопровождались повышением содержания S-глутатионилированных белков на 36% в базальных ганглиях и на 18–19% соответственно в больших полушариях и гиппокампе (табл. 5). Действие ПЛ и ПТ привело к ослаблению эффекта ротенона на данный показатель, тогда как ГПК практически не оказал влияния во всех структурах мозга.

ОБСУЖДЕНИЕ

Воздействие ротенона – ингибитора комплекса I электронтранспортной цепи митохондрий – приводит к развитию окислительного стресса в структурах мозга, причем наиболее выраженно это проявляется в базальных ганглиях [3, 7]. Так, именно в этой структуре мозга, по нашим данным, отмечается повышение активности ПОЛ и снижение общей антиоксидантной активности что свидетельствует о значительном повышении процессов образования свободных радикалов и угнетении систем антиоксидантной защиты. Снижение уровня восстановленного глутатиона, повлекшее снижение соотношения GSH/GSSG, уменьшение содержания белковых тиолов и повышение уровня S-глутатионилированных белков в этой структуре мозга, активацию GST, очевидно, являются следствием активного участия системы глутатиона в поддержании окислительно-восстановительного баланса на фоне действия ротенона [27]. Это подтверждается данными корреляционного анализа, показавшего наличие тесной взаимосвязи между снижением редокс-соотношения глутатиона и повышением уровня его дисульфидной формы (r = = ‒0.8762, p < 0.05) при действии ротенона.

Об участии пантотеновой кислоты в поддержании тиольного и иммунного баланса в разных тканях указывалось в работе [28]. Нейропротекторное действие производных пантотеновой кислоты было установлено при ишемии головного мозга [29, 30], в алюминиевой модели нейродегенерации [13], а совсем недавно [31] появились сведения о важной роли пантотената и пантетина в процессах миелинизации в нервной ткани. Нами показано, что ПЛ и ПТ способствуют уменьшению проявлений окислительного стресса, повышению соотношения GSH/GSSG, снижению уровня S-глутатионилированных белков во всех структурах мозга при действии ротенона. Наиболее выраженное влияние данных препаратов наблюдается в базальных ганглиях. При этом наблюдается тесная взаимосвязь между возвращениями соотношения GSH/GSSG к контрольным значениям не только с изменениями уровня дисульфидной формы глутатиона (r = –0.8333, p < 0.05), но и общей антиоксидантной активности (r = –0.5476, p < 0.05), что подтверждает наличие прямого антиоксидантного действия ПЛ и ПТ через систему глутатиона. Выявленная положительная корреляция между активностью глутатионпероксидазы и редокс-соотношением глутатиона (r = 0.6190, p < 0.05) дает основание полагать, что протекторное действие ПЛ при ротеноновом нейротоксикозе реализуется преимущественно через изменения активности глутатионпероксидазы.

Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ на фоне экспериментального нейротоксикоза, по-видимому, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса и осуществляются в значительной степени во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА [13]. Об этом свидетельствует защитное действие ПЛ и ПТ, которые являются предшественниками биосинтеза КоА, тогда как ГПК, производное пантотеновой кислоты, в которой β-аланиновый остаток замещен на ГАМК, и она не может превращаться в КоА, такого влияния не оказывает. В то же время ГПК успешно восстанавливает белковый тиол-дисульфидный баланс не только в базальных ганглиях, но и в больших полушариях и гиппокампе. Это может быть связано с эффектами ГПК как соединения с выраженной нейротропной активностью, осуществляемой не столько через модуляцию окислительно-восстановительного баланса, сколько через воздействие на нейромедиаторные системы мозга, в частности через воздействие на ГАМКа-рецепторы [32].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Нарушения окислительно-восстановительного баланса в мозге в экспериментальной модели БП сопровождаются не только активацией ПОЛ, но и выраженным угнетением антиоксидантной защиты, проявляющимся в уменьшении общей антиоксидантной активности, значительном снижении восстановительного потенциала системы глутатиона. Эти изменения при действии ротенона проявляются в наибольшей степени в базальных ганглиях мозга. Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ, осуществляемые во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА на фоне экспериментального нейротоксикоза, очевидно, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса.

Список литературы

  1. Miller R.L., James-Kracke M., Sun G.Y., Sun A.Y. // Neurochem. Res. 2009. T. 34. C. 55–65.

  2. Sofic E., Lange K.W., Jellinger K., Riederer P. // Neurosci. Lett. 1992. V. 142. P. 128–130.

  3. Gu F., Chauhan V. // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2015. V. 18. P. 89–95.

  4. Aoyama K., Nakaki T. // Internat. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. № 10. P. 21021–21044.

  5. McBean G.J., Mutay Aslan, Griffiths H.R., Torrão R.C. // Redox Biol. 2015. V. 5. P. 186–194.

  6. McBean G.L., López M.G., Wallner F.K. // British J. Pharm. 2017. V. 174. P. 1750–1770.

  7. Gitler, A.D., Dhillon P., Shorter J. // Dis. Models Mech. 2017. V. 10. P. 499–502. https://doi.org/10.1242/dmm.030205

  8. Johnson W.M., Wilson–Delfosse A.L., Mieyal J.J. // Nutrients. 2012. V. 4. P. 1399–1440.

  9. Schulz J.B., Lindenau J., Seyfried J., Dichgans J. // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. № 16. P. 4904–4911.

  10. Bashun N., Kanunnikova N., Semenovich D.S., Raduta E., Lis R. // German Science Herald. 2017. № 1. P. 13–18.

  11. Chung K.K, Dawson V.L., Dawson T.M. // Methods Enzymol. 2005. V. 396. P. 139–150.

  12. Melo A., Monteiro L., Lima R.M.F., de Oliveira D.M., de Cerqueira M.D., El-Bachá R.S. // Oxid. Med. Cell. Longev. 2011. V. 2011. P. 467180.

  13. Семенович Д.С., Канунникова Н.П., Мойсеёнок А.Г. // Докл. НАН Беларуси. Сер. мед. наук. 2020. Т. 64. № 1. С. 78–85.

  14. Zhang Z.N., Zhang J.S., Xiang J., Yu Zh.H., Zhang W., Cai M., Li X.T., Wu T., Li W.W., Cai D.F. // Brain Res. 2017. № 1655. P. 104–113.

  15. Erel O. // Clin. Biochem. 2004. V. 37. P. 277–285.

  16. Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. // Free Rad. Biol. Med. 1995. V. 19. № 3. P. 271–280.

  17. Mihara M., Uchiyama M. // Anal. Biochem. 1978. V. 86. № 1. P. 271–278.

  18. Durfinova M., Brechtlova M., Liska B., Baroskova Z. // Chemical Papers. 2007. V. 61. № 4. P. 321–325.

  19. Robyt J.F., Ackerman R.J., Chittenden C.G. // Arch. Biochem. Biophys. 1971. V. 147. P. 262–269.

  20. Patsoukis N., Georgiou C.D. // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 378. P. 1783–1792.

  21. Anderson M.E. // Methods Enzymol. 1985. V. 113. P. 548–555.

  22. Rahman I., Kode A., Biswas S.K. // Nat. Protoc. 2006. V. 1. № 6. P. 3159–3165.

  23. Flohé L., Günzler W.A. // Methods Enzymol. 1984. V. 105. P. 114–121.

  24. Habig W.H., Pabst M.J., Jakoby W.B. // J. Biol. Chem. 1974. V. 249. № 22. P. 7130–7139.

  25. Smith I.K., Vierheller T.L., Thorne C.A. // Anal. Biochem. 1988. V. 175. P. 408–413.

  26. Menon D., Board P.G. // Anal. Biochem. 2013. V. 433. P. 132–136.

  27. Garrido M., Tereshchenko Y., Zhevtsova Z., Taschenberger G. // Acta Neuropathol. 2011. V. 121. P. 475–485.

  28. Moiseenok A.G., Komar V.I., Khomich T.I., Kanunnikova N.P., Slyshenkov V.S. // Biofactors. 2000. V. 1. P. 53–55.

  29. Onufriev M.V., Stepanichev M.Yu., Lazareva N.V., Katkovskaya I.N., Tishkina A.O., Moiseenok A.G., Gulya-eva N.V. // Neurochem. J. 2010. V. 4(2). P. 148–152.

  30. Kanunnikova N.P., Bashun N.Z., Moiseenok A.G. // Lipid Peroxidation. Intechopen, 2012. V. 23. P. 492–513.

  31. Ismail N., Kureishy N., Church S., Scholefield M., Unwin R.D., Xu J., Patassini S., Cooper G.J.S. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V. 522. № 1. P. 220–225.

  32. Канунникова Н.П., Семенович Д.C., Гуринович В.А., Мойсеенок А.Г. // Биохимия и молекулярная биология. Вып. 3. Механизмы регуляции процессов жизнедеятельности в норме и патологии. Сб. науч. трудов. Минск: ИВЦ Минфина, 2019. С. 64–67.

Дополнительные материалы отсутствуют.