Нейрохимия, 2021, T. 38, № 1, стр. 21-28
Модуляция показателей окислительного стресса и тиол-дисульфидного баланса в структурах мозга производными пантотеновой кислоты в экспериментальной модели болезни Паркинсона
Д. С. Семенович 1, Е. П. Лукиенко 1, Н. П. Канунникова 2
1 Институт биохимии биологически активных соединений НАН Беларуси
Гродно, Беларусь
2 Гродненский государственный университет им. Я. Купалы
Гродно, Беларусь
Поступила в редакцию 03.08.2020
После доработки 10.10.2020
Принята к публикации 25.10.2020
Аннотация
Проведено исследование изменений показателей свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного статуса в структурах головного мозга в экспериментальной модели болезни Паркинсона (БП) на крысах, осуществляемой посредством введения животным ротенона. В качестве нейромодуляторов использовали производные пантотеновой кислоты – пантенол (ПЛ), пантетин (ПТ) и гомопантотеновую кислоту (ГПК). Установлено, что нарушения окислительно-восстановительного баланса в мозге при действии ротенона сопровождаются не только активацией свободнорадикальных процессов, но и выраженным угнетением антиоксидантной защиты, проявляющимся в уменьшении общей антиоксидантной активности, значительном снижении восстановительного потенциала системы глутатиона и усилении глутатионилирования белков. Эти изменения проявляются в наибольшей степени в базальных ганглиях мозга. ПЛ и ПТ, но не ГПК уменьшают изменения свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного баланса в структурах мозга. Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ, осуществляемые во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА на фоне экспериментального нейротоксикоза, очевидно, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса.
ВВЕДЕНИЕ
В настоящее время болезнь Паркинсона (БП) является одним из наиболее распространенных нейродегенеративных заболеваний среди людей старших возрастных групп. Симптомы БП развиваются вследствие селективной гибели ДА-нейронов в черной субстанции среднего мозга, связанной с образованием избытка свободных радикалов и развитием окислительного стресса [1, 2]. Роль свободнорадикальных продуктов и окислительного стресса в процессах нейродегенерации, в частности при БП, изучена достаточно полно, тогда как исследование систем поддержания редокс-баланса начало привлекать внимание исследователей только в последние годы [3–7], особенно после обобщения данных о том, что применение различных антиоксидантов с целью связывания избытка свободных радикалов в нервной ткани показало высокую эффективность в условиях эксперимента, но выявило недостаточную эффективность антиоксидантной терапии в условиях клиники. Исходя из этого, изучение изменений антиоксидантной защиты и тиол-дисульфидного баланса при БП и других видах нейродегенеративных нарушений приобретают все большую актуальность.
Доказательством важной роли восстановительного потенциала системы глутатиона в развитии окислительного стресса в мозге является уменьшение содержания GSH в посмертных образцах ткани мозга пациентов с БП по сравнению с тканью мозга пациентов без неврологической симптоматики [8]. Активация систем антиоксидантной защиты, которая сопровождается повышением уровня GSH, защищает ДА-нейроны от гибели [9]. Установлены нарушения системы редокс потенциала системы глутатиона в экспериментальной модели БП на крысах, вызванной введением ротенона [10].
Маркерами окислительного стресса, которые наиболее часто обнаруживаются в посмертных экстрактах тканей пациентов с БП, являются белковые карбонилы, аддукты липопереокисления, продукты окисления ДНК [11]. Однако до сих пор не совсем ясно, являются ли эти изменения причиной или следствием нарушения функций белков и клеточных процессов. К настоящему времени накоплено много доказательств в пользу того, что ковалентные модификации цистеиновых остатков могут более эффективно влиять на повреждения тканей при окислительном стрессе при нейродегенеративных патологиях человека, чем реакции, связанные со свободными радикалами [12]. Реакции глутатионилирования/деглутатионилирования регулируются за счет экспрессии и активности глутаредоксина (Grx) и доступности субстрата GSH, который необходим для химического восстановления Grx.
Исходя из этого, мы провели исследование изменений показателей свободнорадикального окисления и тиол-дисульфидного статуса в структурах головного мозга в экспериментальной модели БП на крысах, осуществляемой посредством введения животным ротенона. В качестве нейромодуляторов использовали производные пантотеновой кислоты, которые проявили нейропротекторную активность в моделях алюминиевого нейротоксикоза, ишемии-реперфузии мозга и других [13].
МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Экспериментальные модели были выполнены на самках крыс линии Wistar CRL: (WI) WUBR массой 180–200 г, содержавшихся в стандартных условиях вивария в соответствии с существующими нормами содержания лабораторных животных.
Ротенон (Р) вводили ежедневно в течение 6 нед. (2.5 мг/мг, подкожно, растворитель – смесь DMSO с подсолнечным маслом) [14]. С 5 нед. эксперимента на протяжении 14 дней ежедневно вводили производные пантотеновой кислоты (200 мг/кг, внутрижелудочно) – D-пантенол (ПЛ), D-пантетин (ПТ) и гомопантотенат кальция (ГПК). Крысам контрольной группы вводили раствор DMSO в подсолнечном масле. На 43-й день эксперимента крыс декапитировали, извлекали головной мозг и препарировали на холоде, выделяя базальные ганглии, большие полушария и гиппокамп. Ткани помещали в жидкий азот и хранили при температуре –82°С.
Окислительный стресс оценивали по общей антиоксидантной активности (ОАА), определяемой по восстановлению катион-радикалов 2-2'-азино-бис–(3-этил-бензотиазолилсульфоновой кислоты) [15], количеству общих гидропероксидов, измеряемых колориметрическим методом с применением ксиленолового оранжевого [16]. При определении конечных продуктов перекисного окисления липидов использовали методические указания [17, 18], которые позволяют выявлять содержание свободных и белковосвязанных тиобарбитурат-реагирующих соединений (ТБКРС), а также спонтанный и железоаскорбат-индуцированный уровни ТБКРС.
Для определения содержания белковых тиолов (PSH) и дисульфидов (PSSP) в гомогенате ткани использовали спектрофотометрический метод с использованием реактива Эллмана [19, 20].
Содержание общего, восстановленного и окисленного глутатиона определяли ферментативным рециклическим методом с использованием глутатионредуктазы [21, 22]. Активность глутатионпероксидазы (GPx, КФ 1.11.1.9), глутатион-S-трансферазы (GST, КФ 2.5.1.18) и глутатионредуктазы (GR, КФ 1.6.4.2) определяли кинетическими спектрофотометрическими методами [23–25] соответственно. Содержание S-глутатионилированных белков определяли спектрофлуориметрическим методом [26].
Статистическую обработку экспериментальных данных выполняли с использованием программ Microsoft Excel 2016, GraphPad Prism 6.0. Экспериментальные данные представляли в виде M ± SEM, где М – среднее значение, SEM – стандартная ошибка среднего. Достоверность межгрупповых различий оценивали используя однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA) с применением теста Тьюки. Во всех случаях статистически значимыми считали различия при значении р < 0.05.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Длительное введение крысам ротенона привело к активации ПОЛ, о чем свидетельствует повышение содержания всех изученных нами фракций ТБКРС в структурах мозга (табл. 1). Наболее выраженное повышение содержания ТБКРС отмечалось в базальных ганглиях: белковосвязанных форм ТБКРС на 41%, спонтанного уровня ТБКРС на 31% и Fe/аскорбат-индуцированного уровня на 28% (p < 0.05), тогда как в гиппокампе содержание всех форм ТБКРС повысилось на 35–34–16–46%, в больших полушариях – на 17– 16–9–28% соответственно. Это подтверждает данные литературы о преимущественном повреждающем действии ротенона на базальные ганглии [1, 14]. ПЛ и ПТ способствовали достоверному снижению содержания всех форм ТБКРС до уровня контроля во всех структурах мозга. Введение ГПК крысам на фоне ротенона не привело к заметным изменениям содержания всех изученных форм ТБКРС.
Таблица 1.
Группы | ТБКРС, нмоль/мг белка | |||
---|---|---|---|---|
свободные | белковосвязанные | спонтанный уровень | Fe2+/аскорбат-индуцированный уровень | |
Большие полушария | ||||
Контроль | 0.576 ± 0.027 | 8.552 ± 0.039 | 5.124 ± 0.036 | 14.12 ± 0.28 |
Р | 0.776 ± 0.025* | 11.446 ± 0.042* | 5.920 ± 0.035* | 20.56 ± 0.34* |
Р + ПЛ | 0.520 ± 0.031*# | 8.439 ± 0.044# | 5.226 ± 0.033# | 17.08 ± 0.29*# |
Р + ПТ | 0.626 ± 0.045* | 8.135 ± 0.044# | 5.304 ± 0.030# | 17.89 ± 0.30*# |
Р + ГПК | 0.750 ± 0.042* | 11.562 ± 0.040* | 5.945 ± 0.042* | 19.56 ± 0.32* |
Базальные ганглии | ||||
Контроль | 0.582 ± 0.012 | 8.492 ± 0.038 | 4.540 ± 0.030 | 16.08 ± 0.32 |
Р | 0.942 ± 0.013* | 14.370 ± 0.037* | 6.748 ± 0.023* | 22.47 ± 0.30* |
Р + ПЛ | 0.704 ± 0.015*# | 9.274 ± 0.028*# | 5.298 ± 0.020*# | 19.87 ± 0.54*# |
Р + ПТ | 0.768 ± 0.019*# | 8.362 ± 0.025# | 5.522 ± 0.020*# | 20.92 ± 0.42* |
Р + ГПК | 0.904 ± 0.015* | 13.994 ± 0.040* | 6.650 ± 0.029* | 21.32 ± 0.65* |
Гиппокамп | ||||
Контроль | 0.508 ± 0.012 | 7.752 ± 0.022 | 4.792 ± 0.024 | 15.32 ± 0.24 |
Р | 0.596 ± 0.013* | 8.984 ± 0.020* | 5.229 ± 0.023* | 19.69 ± 0.30* |
Р + ПЛ | 0.495 ± 0.012# | 8.865 ± 0.030* | 5.122 ± 0.020* | 17.08 ± 0.30*# |
Р + ПТ | 0.556 ± 0.032 | 8.921 ± 0.021* | 5.168 ± 0.030* | 18.86 ± 0.52* |
Р + ГПК | 0.605 ± 0.020* | 8.919 ± 0.020* | 5.246 ± 0.031* | 20.11 ± 0.31* |
Подтверждением наличия окислительного стресса при действии ротенона явилось повышение содержания общих гидропероксидов и снижение ОАА в структурах мозга крыс (табл. 2). Наиболее выраженные изменения также были отмечены в базальных ганглиях, где наблюдалось увеличение гидропероксидов на 28% и снижение ОАА на 16%, в то время как содержание гидропероксидов повысилось на 22 и 18%, ОАА снизилась на 8 и 5% в гиппокампе и больших полушариях соответственно. Введение животным ПТ и ПЛ на фоне ротенона способствовало нормализации данных показателей, тогда как влияние ГПК было значительно слабее.
Таблица 2.
Группы | ROOH, нмоль/мг белка | ОАА, нмоль экв. GSH/мг белка |
---|---|---|
Большие полушария | ||
Контроль | 22.36 ± 0.61 | 81.42 ± 2.70 |
Р | 27.35 ± 0.58* | 75.12 ± 2.32* |
Р + ПЛ | 24.29 ± 0.45*# | 78.62 ± 2.29*# |
Р + ПТ | 25.16 ± 0.44*# | 75.12 ± 2.24* |
Р + ГПК | 28.11 ± 0.60* | 75.87 ± 2.52* |
Базальные ганглии | ||
Контроль | 28.78 ± 0.36 | 86.55 ± 2.40 |
Р | 39.72 ± 0.40* | 73.12 ± 2.46* |
Р + ПЛ | 33.43 ± 0.38*# | 82.88 ± 2.39*# |
Р + ПТ | 32.57 ± 0.30*# | 79.10 ± 2.38*# |
Р + ГПК | 40.21 ± 0.52* | 75.41 ± 2.37* |
Гиппокамп | ||
Контроль | 28.23 ± 0.32 | 82.10 ± 2.12 |
Р | 33.42 ± 0.30* | 78.29 ± 2.23* |
Р + ПЛ | 33.12 ± 0.31* | 78.65 ± 2.24* |
Р + ПТ | 33.89 ± 0.31* | 77.05 ± 2.21* |
Р + ГПК | 34.92 ± 0.68* | 78.49 ± 2.62* |
Изучение изменений системы глутатиона показало, что введение ротенона сопровождалось снижением содержания GSH на 24%, повышением уровня GSSG на 11% и снижением соотношения GSH/GSSG на 32% в базальных ганглиях (табл. 3). В гиппокампе уровень GSH и соотношение GSH/GSSG снизились на 10 и 20%, а содержание GSSG повысилось на 14%. В больших полушариях содержание GSH при этом снизилось лишь на 5% и соотношение GSH/GSSG – на 8% при отсутствии изменений уровня GSSG. Введение ПЛ и ПТ на фоне ротенона способствовало восстановлению уровня GSH и GSSG, а также соотношения GSH/GSSG в базальных ганглиях и других изученнных структурах мозга. Действие ГПК было более слабым.
Таблица 3.
Группы | GSH, нмоль/мг белка | GSSG, нмоль/мг белка | GSH/GSSG |
---|---|---|---|
Большие полушария | |||
Контроль | 18.26 ± 0.41 | 0.115 ± 0.004 | 160.78 ± 4.2 |
Р | 17.42 ± 0.36* | 0.121 ± 0.005 | 146.53 ± 3.9* |
Р + ПЛ | 18.52 ± 0.44 | 0.111 ± 0.004 | 164.12 ± 3.7# |
Р + ПТ | 18.39 ± 0.41 | 0.108 ± 0.006 | 168.67 ± 4.1# |
Р + ГПК | 18.12 ± 0.39 | 0.117 ± 0.005 | 156.87 ± 4.8# |
Базальные ганглии | |||
Контроль | 25.87 ± 0.51 | 0.110 ± 0.004 | 236.34 ± 3.8 |
Р | 19.54 ± 0.49* | 0.124 ± 0.005* | 160.58 ± 4.3* |
Р + ПЛ | 22.89 ± 0.46*# | 0.116 ± 0.004# | 194.73 ± 5.1*# |
Р + ПТ | 21.76 ± 0.48*# | 0.114 ± 0.005# | 193.88 ± 4.5*# |
Р + ГПК | 20.15 ± 0.52* | 0.112 ± 0.006# | 180.91 ± 3.9*# |
Гиппокамп | |||
Контроль | 21.35 ± 0.38 | 0.107 ± 0.003 | 198.68 ± 3.9 |
Р | 19.12 ± 0.40* | 0.122 ± 0.005* | 158.72 ± 4.6* |
Р + ПЛ | 21.52 ± 0.41 | 0.100 ± 0.004# | 214.50 ± 3.8*# |
Р + ПТ | 21.69 ± 0.39 | 0.098 ± 0.005# | 218.38 ± 3.7*# |
Р + ГПК | 21.41 ± 0.42 | 0.104 ± 0.003# | 210.84 ± 4.2*# |
Введение ротенона способствовало увеличению активности глутатионредуктазы, глутатион-S-трансферазы и глутатионпероксидазы в структурах мозга (табл. 4). В базальных ганглиях эти изменения были более выраженными, чем в других структурах: активность GST повысилась на 15%, GPx – на 20%, GR – на 30% (р < 0.05) выше значений в контрольной группе (p < 0.05). Введение животным предшественников биосинтеза КоА ПЛ и ПТ приводило к снижению активности данных ферментов, не достигшему, однако, уровня контроля. ГПК практически не оказал влияния на их активность.
Таблица 4.
Группы | GR, нмоль GSH/мин/мг белка | GST, нмоль GSH-CDNB коньюгатов /мин/мг белка | GPx (t-BHP), нмоль NADHP/мин/мг белка |
---|---|---|---|
Большие полушария | |||
Контроль | 36.21 ± 0.29 | 65.11 ± 0.41 | 28.96 ± 0.32 |
Р | 40.34 ± 0.27* | 70.36 ± 0.46* | 32.01 ± 0.28* |
Р + ПЛ | 37.16 ± 0.26*# | 68.27 ± 0.39# | 31.25 ± 0.30# |
Р + ПТ | 37.26 ± 0.28*# | 67.79 ± 0.42# | 30.65 ± 0.29# |
Р + ГПК | 39.98 ± 0.30* | 71.12 ± 0.42* | 32.36 ± 0.33* |
Базальные ганглии | |||
Контроль | 30.19 ± 0.33 | 59.73 ± 0.45 | 32.63 ± 0.29 |
Р | 39.65 ± 0.30* | 70.36 ± 0.49* | 39.23 ± 0.28* |
Р + ПЛ | 35.16 ± 0.31*# | 64.36 ± 0.48*# | 33.21 ± 0.26# |
Р + ПТ | 34.72 ± 0.29*# | 61.83 ± 0.41*# | 31.96 ± 0.28# |
Р + ГПК | 39.33 ± 0.31* | 68.17 ± 0.46* | 40.10 ± 0.32* |
Гиппокамп | |||
Контроль | 31.63 ± 0.30 | 61.31 ± 0.42 | 31.42 ± 0.30 |
Р | 35.87 ± 0.34* | 68.25 ± 0.44* | 36.61 ± 0.31* |
Р + ПЛ | 34.12 ± 0.28*# | 65.12 ± 0.40*# | 33.65 ± 0.29*# |
Р + ПТ | 33.26 ± 0.28*# | 64.52 ± 0.41*# | 33.12 ± 0.30*# |
Р + ГПК | 35.61 ± 0.36* | 69.32 ± 0.44* | 36.42 ± 0.33* |
В отношении белковых тиолов и дисульфидов воздействие ротенона также было более выраженным в базальных ганглиях, где наблюдалось снижение содержания PSH на 19% и увеличение содержания PSSP на 30% со снижением соотношения PSH/PSSP на 42%, тогда как в больших полушариях и гиппокампе эти показатели изменились на 10–25–30% и 3–18–20% соответственно (табл. 5). Обращает на себя внимание тот факт, что если в базальных ганглиях нормализующее действие на уровень белковых тиолов и дисульфидов оказали только ПЛ и ПТ, то в больших полушариях и гиппокампе показатели белкового тиол-дисульфидного баланса возвратились к контрольным значениям при действии всех изученных нами производных пантотеновой кислоты.
Таблица 5.
Группы | PSH, мкмоль/г ткани |
PSSP, мкмоль/г ткани |
PSH/PSSP | PSSG, нмоль/мг белка |
---|---|---|---|---|
Большие полушария | ||||
Контроль | 10.12 ± 0.78 | 4.12 ± 0.51 | 2.64 ± 0.41 | 0.495 ± 0.015 |
Р | 9.16 ± 0.56* | 5.17 ± 0.60* | 1.83 ± 0.49* | 0.592 ± 0.018* |
Р + ПЛ | 10.28 ± 0.68# | 4.21 ± 0.62# | 2.53 ± 0.53# | 0.515 ± 0.016# |
Р + ПТ | 10.06 ± 0.72# | 4.38 ± 0.64# | 2.41 ± 0.55# | 0.506 ± 0.015# |
Р + ГПК | 10.34 ± 0.70# | 4.05 ± 0.52# | 2.58 ± 0.60# | 0.531 ± 0.014* |
Базальные ганглии | ||||
Контроль | 10.66 ± 0.64 | 4.23 ± 0.48 | 2.62 ± 0.51 | 0.567 ± 0.019 |
Р | 8.65 ± 0.69* | 6.05 ± 0.56* | 1.53 ± 0.64* | 0.884 ± 0.025* |
Р + ПЛ | 10.21 ± 0.67# | 4.48 ± 0.52# | 2.36 ± 0.59# | 0.724 ± 0.021*# |
Р + ПТ | 9.84 ± 0.55* | 4.33 ± 0.45# | 2.21 ± 0.45# | 0.689 ± 0.020*# |
Р + ГПК | 8.59 ± 0.72* | 5.19 ± 0.59# | 1.55 ± 0.41* | 0.898 ± 0.026*# |
Гиппокамп | ||||
Контроль | 10.33 ± 0.54 | 4.10 ± 0.42 | 2.61 ± 0.63 | 0.511 ± 0.028 |
Р | 9.98 ± 0.45* | 4.86 ± 0.43 | 2.08 ± 0.51* | 0.603 ± 0.016* |
Р + ПЛ | 10.42 ± 0.60 | 4.01 ± 0.50 | 2.58 ± 0.43 | 0.523 ± 0.011# |
Р + ПТ | 10.51 ± 0.52 | 4.21 ± 0.51 | 2.51 ± 0.55 | 0.509 ± 0.012# |
Р + ГПК | 10.39 ± 0.54 | 4.12 ± 0.52 | 2.64 ± 0.60 | 0.610 ± 0.020* |
Изменения в системе глутатиона и белковых тиолов и дисульфидов при действии ротенона сопровождались повышением содержания S-глутатионилированных белков на 36% в базальных ганглиях и на 18–19% соответственно в больших полушариях и гиппокампе (табл. 5). Действие ПЛ и ПТ привело к ослаблению эффекта ротенона на данный показатель, тогда как ГПК практически не оказал влияния во всех структурах мозга.
ОБСУЖДЕНИЕ
Воздействие ротенона – ингибитора комплекса I электронтранспортной цепи митохондрий – приводит к развитию окислительного стресса в структурах мозга, причем наиболее выраженно это проявляется в базальных ганглиях [3, 7]. Так, именно в этой структуре мозга, по нашим данным, отмечается повышение активности ПОЛ и снижение общей антиоксидантной активности что свидетельствует о значительном повышении процессов образования свободных радикалов и угнетении систем антиоксидантной защиты. Снижение уровня восстановленного глутатиона, повлекшее снижение соотношения GSH/GSSG, уменьшение содержания белковых тиолов и повышение уровня S-глутатионилированных белков в этой структуре мозга, активацию GST, очевидно, являются следствием активного участия системы глутатиона в поддержании окислительно-восстановительного баланса на фоне действия ротенона [27]. Это подтверждается данными корреляционного анализа, показавшего наличие тесной взаимосвязи между снижением редокс-соотношения глутатиона и повышением уровня его дисульфидной формы (r = = ‒0.8762, p < 0.05) при действии ротенона.
Об участии пантотеновой кислоты в поддержании тиольного и иммунного баланса в разных тканях указывалось в работе [28]. Нейропротекторное действие производных пантотеновой кислоты было установлено при ишемии головного мозга [29, 30], в алюминиевой модели нейродегенерации [13], а совсем недавно [31] появились сведения о важной роли пантотената и пантетина в процессах миелинизации в нервной ткани. Нами показано, что ПЛ и ПТ способствуют уменьшению проявлений окислительного стресса, повышению соотношения GSH/GSSG, снижению уровня S-глутатионилированных белков во всех структурах мозга при действии ротенона. Наиболее выраженное влияние данных препаратов наблюдается в базальных ганглиях. При этом наблюдается тесная взаимосвязь между возвращениями соотношения GSH/GSSG к контрольным значениям не только с изменениями уровня дисульфидной формы глутатиона (r = –0.8333, p < 0.05), но и общей антиоксидантной активности (r = –0.5476, p < 0.05), что подтверждает наличие прямого антиоксидантного действия ПЛ и ПТ через систему глутатиона. Выявленная положительная корреляция между активностью глутатионпероксидазы и редокс-соотношением глутатиона (r = 0.6190, p < 0.05) дает основание полагать, что протекторное действие ПЛ при ротеноновом нейротоксикозе реализуется преимущественно через изменения активности глутатионпероксидазы.
Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ на фоне экспериментального нейротоксикоза, по-видимому, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса и осуществляются в значительной степени во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА [13]. Об этом свидетельствует защитное действие ПЛ и ПТ, которые являются предшественниками биосинтеза КоА, тогда как ГПК, производное пантотеновой кислоты, в которой β-аланиновый остаток замещен на ГАМК, и она не может превращаться в КоА, такого влияния не оказывает. В то же время ГПК успешно восстанавливает белковый тиол-дисульфидный баланс не только в базальных ганглиях, но и в больших полушариях и гиппокампе. Это может быть связано с эффектами ГПК как соединения с выраженной нейротропной активностью, осуществляемой не столько через модуляцию окислительно-восстановительного баланса, сколько через воздействие на нейромедиаторные системы мозга, в частности через воздействие на ГАМКа-рецепторы [32].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Нарушения окислительно-восстановительного баланса в мозге в экспериментальной модели БП сопровождаются не только активацией ПОЛ, но и выраженным угнетением антиоксидантной защиты, проявляющимся в уменьшении общей антиоксидантной активности, значительном снижении восстановительного потенциала системы глутатиона. Эти изменения при действии ротенона проявляются в наибольшей степени в базальных ганглиях мозга. Механизмы нейропротекторного действия ПЛ и ПТ, осуществляемые во взаимосвязи с изменениями биосинтеза СоА на фоне экспериментального нейротоксикоза, очевидно, связаны с их способностью повышать восстановительный потенциал системы глутатиона и таким образом уменьшать проявления окислительного стресса.
Список литературы
Miller R.L., James-Kracke M., Sun G.Y., Sun A.Y. // Neurochem. Res. 2009. T. 34. C. 55–65.
Sofic E., Lange K.W., Jellinger K., Riederer P. // Neurosci. Lett. 1992. V. 142. P. 128–130.
Gu F., Chauhan V. // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2015. V. 18. P. 89–95.
Aoyama K., Nakaki T. // Internat. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. № 10. P. 21021–21044.
McBean G.J., Mutay Aslan, Griffiths H.R., Torrão R.C. // Redox Biol. 2015. V. 5. P. 186–194.
McBean G.L., López M.G., Wallner F.K. // British J. Pharm. 2017. V. 174. P. 1750–1770.
Gitler, A.D., Dhillon P., Shorter J. // Dis. Models Mech. 2017. V. 10. P. 499–502. https://doi.org/10.1242/dmm.030205
Johnson W.M., Wilson–Delfosse A.L., Mieyal J.J. // Nutrients. 2012. V. 4. P. 1399–1440.
Schulz J.B., Lindenau J., Seyfried J., Dichgans J. // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. № 16. P. 4904–4911.
Bashun N., Kanunnikova N., Semenovich D.S., Raduta E., Lis R. // German Science Herald. 2017. № 1. P. 13–18.
Chung K.K, Dawson V.L., Dawson T.M. // Methods Enzymol. 2005. V. 396. P. 139–150.
Melo A., Monteiro L., Lima R.M.F., de Oliveira D.M., de Cerqueira M.D., El-Bachá R.S. // Oxid. Med. Cell. Longev. 2011. V. 2011. P. 467180.
Семенович Д.С., Канунникова Н.П., Мойсеёнок А.Г. // Докл. НАН Беларуси. Сер. мед. наук. 2020. Т. 64. № 1. С. 78–85.
Zhang Z.N., Zhang J.S., Xiang J., Yu Zh.H., Zhang W., Cai M., Li X.T., Wu T., Li W.W., Cai D.F. // Brain Res. 2017. № 1655. P. 104–113.
Erel O. // Clin. Biochem. 2004. V. 37. P. 277–285.
Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. // Free Rad. Biol. Med. 1995. V. 19. № 3. P. 271–280.
Mihara M., Uchiyama M. // Anal. Biochem. 1978. V. 86. № 1. P. 271–278.
Durfinova M., Brechtlova M., Liska B., Baroskova Z. // Chemical Papers. 2007. V. 61. № 4. P. 321–325.
Robyt J.F., Ackerman R.J., Chittenden C.G. // Arch. Biochem. Biophys. 1971. V. 147. P. 262–269.
Patsoukis N., Georgiou C.D. // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 378. P. 1783–1792.
Anderson M.E. // Methods Enzymol. 1985. V. 113. P. 548–555.
Rahman I., Kode A., Biswas S.K. // Nat. Protoc. 2006. V. 1. № 6. P. 3159–3165.
Flohé L., Günzler W.A. // Methods Enzymol. 1984. V. 105. P. 114–121.
Habig W.H., Pabst M.J., Jakoby W.B. // J. Biol. Chem. 1974. V. 249. № 22. P. 7130–7139.
Smith I.K., Vierheller T.L., Thorne C.A. // Anal. Biochem. 1988. V. 175. P. 408–413.
Menon D., Board P.G. // Anal. Biochem. 2013. V. 433. P. 132–136.
Garrido M., Tereshchenko Y., Zhevtsova Z., Taschenberger G. // Acta Neuropathol. 2011. V. 121. P. 475–485.
Moiseenok A.G., Komar V.I., Khomich T.I., Kanunnikova N.P., Slyshenkov V.S. // Biofactors. 2000. V. 1. P. 53–55.
Onufriev M.V., Stepanichev M.Yu., Lazareva N.V., Katkovskaya I.N., Tishkina A.O., Moiseenok A.G., Gulya-eva N.V. // Neurochem. J. 2010. V. 4(2). P. 148–152.
Kanunnikova N.P., Bashun N.Z., Moiseenok A.G. // Lipid Peroxidation. Intechopen, 2012. V. 23. P. 492–513.
Ismail N., Kureishy N., Church S., Scholefield M., Unwin R.D., Xu J., Patassini S., Cooper G.J.S. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V. 522. № 1. P. 220–225.
Канунникова Н.П., Семенович Д.C., Гуринович В.А., Мойсеенок А.Г. // Биохимия и молекулярная биология. Вып. 3. Механизмы регуляции процессов жизнедеятельности в норме и патологии. Сб. науч. трудов. Минск: ИВЦ Минфина, 2019. С. 64–67.
Дополнительные материалы отсутствуют.