1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова
  4. T. 106, № 5, 2020

Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова, 2020, T. 106, № 5, стр. 622-630

Влияние фотопериода на липидный спектр молоди атлантического лосося Salmo salar L.

Н. Н. Немова 1, *, З. А. Нефедова 1, С. Н. Пеккоева 1, В. П. Воронин 1, Т. Р. Руоколайнен 1, С. А. Мурзина 1

1 Институт биологии Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”
Петрозаводск, Россия

* E-mail: nnnemova@gmail.com

Поступила в редакцию 14.02.2020
После доработки 06.03.2020
Принята к публикации 13.03.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

На выращиваемой в условиях рыбоводного завода молоди (двухлеток 1+) атлантического лосося Salmo salar L. с августа по октябрь проведен эксперимент по влиянию двух световых режимов: 16/8 (16 ч – свет и 8 ч – темнота) и 24/0 (24 ч – свет) на липидный состав организма в процессе роста и развития. Проанализирован уровень общих липидов (ОЛ), структурных липидов – фосфолипидов1 (ФЛ) и их классов (ФХ, ФЭА, ФС, ФИ, СФМ, ЛФХ), холестерина (ХС), запасных липидов – триацилглицеринов (ТАГ), а также диацилглицеринов (ДАГ), свободных жирных кислот (СЖК), эфиров холестерина (ЭХС). Показано, что в процессе роста двухлеток лосося (с августа по октябрь) индекс отношения структурных липидов к запасным ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС повышается в большей степени у особей, развитие которых проходило под воздействием экспериментальных световых режимов, чем в контрольных вариантах. Полученные данные указывают на преобладание структурного роста органов и тканей над жиронакоплением в большей степени у рыб при дополнительном освещении в данный период. Эти изменения сопровождались повышенным темпом роста молоди лосося в сентябре и октябре при двух световых режимах по сравнению с контролем и таковыми в августе.

Ключевые слова: липиды, фотопериод, атлантический лосось Salmo salar L., искусственное выращивание

Известно, что у подавляющего большинства видов рыб, как и у других живых организмов, ритмы питания и физиологической активности определяются циклом освещения, им присущи суточные колебания (циркадные ритмы), активность которых регулируется эндокринной системой [1, 2]. Ранее было обнаружено, что разные возрастные группы атлантического лосося, лучше питаются и растут при более продолжительном освещении [3, 4]. Свет является одним из важных факторов внешней среды, который оказывает влияние на физиолого-биохимическое состояние организмов, в том числе, на метаболизм липидов (липогенез, липолиз, утилизацию липидов). Показано, что продолжительность светового дня и температура являются основными модифицирующими факторами, влияющими на процесс смолтификации лосося [5]. Некоторые авторы полагают, что подбором температуры и фотопериода можно добиться лучшего роста рыб и повлиять на возраст смолтификации молоди [6]. Было показано, что среди классов фосфолипидов личинок и молоди морских и проходных рыб наиболее важными являются ФХ и ФИ, наличие которых в корме обеспечивает более эффективный рост и хорошее физиологическое состояние рыб [7–9]. В настоящей работе изучили влияние разных режимов освещения на содержание общих липидов (ОЛ) и их отдельных классов, а также на соотношение суммы структурных липидов к запасным (ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС) у искусственно выращиваемой молоди лосося (двухлеток 1+) в условиях рыбоводного завода (Республика Карелия, пос. Сосновец, Беломорский район).

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Эксперимент по влиянию двух режимов фотопериода (16/8 и 24/0) на липидный статус двухлеток (1+) атлантического лосося проводили в условиях рыбоводного завода. Были использованы экспериментальные бассейны размером 2 × 2 м, на каждый из исследованных фоторежимов приходилось по два бассейна, так что рыбы забирались из них согласно световому воздействию и формировали три группы. Исследованы три группы рыб: группа № 1 – контроль, режим освещения, который используется на заводе при выращивании молоди рыб; группа № 2 – режим освещения 16/8 (16 ч света и 8 ч – темноты); группа № 3 – режим освещения постоянный 24/0 (24 ч). Все остальные условия содержания во всех бассейнах были одинаковыми: плотность посадки, режим кормления (согласно потребностям возрастной группы 1+), профилактические меры и уход за бассейнами. В контрольном бассейне содержались двухлетки лосося в условиях естественного освещения в выростных цехах завода. Использовали коммерческий корм марки BioMar А/С (Дания): Inicio+917 (стартовый корм № 2 для двухлеток 1+). Экспериментальные бассейны были оборудованы двумя светодиодными светильниками (Aquel leddy smart led sunny, 6W, 6500K) и накрыты черной, не пропускающей свет пленкой. Переключение режимов происходило автоматически с помощью розеток-таймеров (Ferron TM-50). Количество особей двухлеток (1+), находившихся при каждом из исследованных режимов освещения составляло 1246 шт. Температурный режим был естественным. Колебания температуры за период исследования составили: в июле (14.8–19.9°С), августе (18.2–13.8°С), сентябре (13.8–9.8°С), октябре (9.8–2.4°С). Средняя масса отобранных для эксперимента мальков в июле была в пределах 10.16–10.25 (±0.05) г.

Для исследования были отобраны (31 июля) двухлетки лосося в количестве 160 особей/бассейн, которые были помечены с помощью чипов (FelixcanSL, Испания), для чего они были усыплены при помощи гвоздичного масла. После измерения массы и длины рыбе вводили чип с индивидуальным номером. Средняя масса отобранных для исследования рыб в каждом бассейне составила: 10.20 + 0.13 г (№ 1 – контроль), 10.25 + 0.04 г (№ 2 – режим освещения 16/8), 10.16 + 0.15 г (№ 3 – режим освещения 24/0). Пробы на липидный анализ отбирали один раз в конце месяца (август, сентябрь, октябрь). Замеры чипированных рыб (30–40 штук) проводили каждый месяц. Исследование длилось до конца октября.

Отобранные образцы молоди лосося гомогенизировали в небольшом количестве смеси хлороформ–метанол (2 : 1) и хранили до анализа на холоде (4°С). Липиды экстрагировали и очищали по методу Фолча [10] и Кейтса [11]. Затем их концентрировали с помощью роторно-вакумной установки. Выделенные суммарные липиды и обезжиренный остаток (включающий белки, углеводы, нуклеиновые кислоты, аминокислоты и микроэлементы) сушили до постоянной массы.

Качественное и количественное определение отдельных липидных классов осуществляли при помощи метода высокоэффективной тонкослойной хроматографии (ВЭТСХ). Фракционирование общих липидов проводили на пластинках на стеклянной основе – HPTLC Silicagel 60 F254 Premium Purity (Merck, Германия). Нанесение экстракта липидов осуществлялось при помощи полуавтоматического аппликатора Linomat 5 (CAMAG, Швейцария) микрошприцом на 100 мкл штриховым методом, шириной 6 мм, на расстоянии 8 мм от края пластинки. В качестве элюента, а также раствора для насыщения хроматографической камеры ADC2 (CAMAG, Швейцария), использовалась система растворителей гексан–диэтиловый эфир–уксусная кислота (32 : 8 : 0.8 по объему) [12]. Насыщение хроматографической камеры проводили в течение 20 мин с одновременным контролем влажности (10 мин), после чего проводилось насыщение пластины (20 мин). Дистанция подвижной фазы составляла 80 мм (Rf конечная = 80 мм), сушка пластины осуществлялась в течение 5 мин. Проявление липидных пятен проводили в растворе медного купороса (CuSO4) с ортофосфорной кислотой (H3PO4) и нагреванием пластины до 160°С в течение 15 мин [13]. Качественное и количественное определение липидных компонентов было выполнено в камере денситометра TLC Scanner 4 (CAMAG, Швейцария) на дейтериевой лампе при длине волны 350 нм в режиме адсорбции [13]. Идентификация липидных классов проводилась по референтным стандартам соответствующих компонентов (Sigma-Aldrich, США) с учетом соответствия значений Rf.

Состав индивидуальных фосфолипидов – фосфатидилхолина (ФХ), фосфатидилэтаноламина (ФЭА), фосфатидилсерина (ФС), фосфатидилинозитола (ФИ), сфингомиелина (СФМ), лизофосфатидилхолина (ЛФХ) анализировали методом высокоэффективной жидкостной хроматографии на стальной колонке Nucleosil 100-7 (Элсико, Москва), используя элюент ацетонитрил–гексан–метанол–ортофосфорная кислота (918 : 30 : 30 : 17.5). Детектирование проводили по степени поглощения света при 206 нм [14]. Соотношение между компонентами оценивали по величинам площадей пиков на хроматограммах.

Данные в табл. 1 и 2 представлены в виде M ± SEM (ошибка среднеарифметического). Обработка результатов проводилась при помощи непараметрического метода теста ранговых сумм Вилкоксона–Манна–Уитни в открытой среде программирования R [15]. Различия считаются достоверными при p ≤ 0.05.

Таблица 1.  

Содержание общих липидов и липидных классов (фосфолипиды, триацилглицерины, диацилглицерины, эфиры холестерина, холестерин, свободные жирные кислоты) (% сухой массы) у молоди Атлантического лосося (Salmo salar L.) возраста 1+, выращенной на рыбзаводе при разном световом режиме Table 1.  The content of total lipids and lipid classes (phospholipids, triacylglycerols, diacylglycerols, cholesterol esters, cholesterol, free fatty acids) (% dry weight) in juvenile Atlantic salmon (Salmo salar L.) 1+ age reared in a fish farm under different light regimes

Месяц
Month 		Август
August 		Сентябрь
September 		Октябрь
October
Группы Groups Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/8 ч – темнота
16 h – light/8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h – light
(3)		 Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/8 ч – темнота
16 h – light/8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h - light
(3)		 Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/8 ч – темнота
16 h – light /8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h – light
(3)
n 15 15 15 15 15 15 14 15 14
Масса, г Weight, g 21.62 ± ± 0.79 16.61 ± ± 0.801 19.08 ± ± 0.5112 26.71 ± ± 1.76B 26.67 ± ± 1.38B 25.32 ± ± 1.01B 28.14 ± ± 2.29B 27.49 ± ±1.56B 29.57 ± ± 1.48B
Длина, см Length, cm 11.86 ± ± 0.13 10.95 ± ± 0.181 11.13 ± ± 0.091 12.99 ± ± 0.31B 13.01 ± ± 0.21B 12.75 ± ± 0.19B 13.48 ± ± 0.33B 13.40 ± ± 0.26B 13.81 ± ± 0.22BC
ОЛ TL 26.69 ± ± 1.01 29.52 ± ± 0.761 29.99 ± ± 0.661 26.24 ± ± 0.83 28.55 ± ± 0.851 30.16 ± ± 0.821 18.56 ± ± 1.11BC 17.93 ± ± 1.26BC 15.90 ± ± 0.98BC1
ФЛ PL 3.49 ± ± 0.14 4.62 ± ± 0.131 5.29 ± ± 0.1512 4.40 ± ±0.15B 5.57 ± ± 0.20B1 5.32 ± ± 0.171 3.14 ± ± 0.23C 3.37 ± ± 0.28BC 2.98 ± ± 0.19BC
ДАГ DAG 1.41 ± ± 0.07 1.59 ± ± 0.041 1.76 ± ± 0.0512 1.65 ± ± 0.14 1.88 ± ± 0.09B1 1.73 ± ± 0.08 1.10 ± ± 0.17BC 0.94 ± ± 0.08BC 0.73 ± ± 0.04BC1
ХС CHOL 2.69 ± ± 0.10 3.41 ± ± 0.091 3.80 ± ± 0.0812 2.85 ± ± 0.08 3.23 ± ± 0.091 3.51 ± ± 0.07B12 2.86 ± ± 0.16 2.75 ± ± 0.21B 2.51 ± ± 0.17BC
СЖК FFA 1.10 ± ± 0.06 1.31 ± ± 0.061 1.27 ± ± 0.08 0.89 ± ± 0.05B 0.92 ± ± 0.04B 1.20 ± ± 0.0512 0.43 ±  0.03BC 0.75 ± ± 0.05BC1 0.60 ± ± 0.04BC12
ТАГ TAG 16.78 ± ± 0.68 17.19 ± ± 0.49 16.42 ± ± 0.44 14.94 ± ± 0.54B 15.73 ± ± 0.52 16.42 ± ± 0.52 10.18 ± ± 0.72BC 9.42 ± ± 0.66BC 8.36 ± ± 0.53BC
ЭХС Chol ester 1.27 ± ± 0.05 1.39 ± ± 0.04 1.45 ± ± 0.06 1.64 ± ±0.07B 1.20 ± ± 0.05B1 1.98 ± ± 0.08B12 1.02 ± ±0.08BC 0.70 ± ± 0.07BC1 0.73 ± ± 0.06BC1
ХС/ФЛ CHOL/PL 0.77 ± ± 0.01 0.74 ± ± 0.011 0.72 ± 0.021 0.65 ± ± 0.01B 0.58 ± ± 0.01B1 0.66 ± ± 0.02B2 0.93 ± ± 0.03BC 0.82 ± ± 0.02BC1 0.85 ± ± 0.02BC1
ФЛ + ХС/
ТАГ + ЭХС
PL + CHOL/ TAG + Chol esters 		0.34 ± ± 0.03 0.43 ± ± 0.03 0.51 ± ± 0.05 0.44 ± ± 0.05 0.52 ± ± 0.05 0.48 ± ± 0.03 0.55 ± ± 0.12 0.61 ± ± 0.10 0.61 ± ±0.05

Условные обозначения: Данные в таблице представлены в виде M ± SEM (ошибка среднего арифметического). ОЛ – общие липиды, ФЛ – фосфолипиды, ТАГ – триацилглицерины, ДАГ – диацилглицерины, ЭХС – эфиры холестерина, ХС – холестерин, СЖК – свободные жирные кислоты; n – количество проб. B– отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых в августе у рыб, содержащихся при однотипном режиме светового освещения; C – отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых в сентябре у рыб, содержащихся при однотипном режиме освещения; 1 – отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых у рыб, составляющих группу № 1; 2 – отличия достоверны ( p ≤ 0.05) от таковых у рыб, составляющих группу № 2. The data in the table are presented as M ± SEM (standard error of mean). TL – total lipids, PL – phospholipids, TAG – triacylglycerols, DAG – diacylglycerols, Chol esters – cholesterol esters, CHOL – cholesterol, FFA – free fatty acids; n – the number of samples. B – significant differences (p ≤ 0.05) from those in August, fish exposed same light regime; C – significant differences (p ≤ 0.05) from those in September, fish exposed same light regime; 1 –significant differences (p ≤ 0.05) from those in fish from group 1; 2 – significant differences (p ≤ 0.05) from those in fish from the group 2.

Таблица 2.  

Содержание отдельных классов фосфолипидов (% сухой массы) у молоди Атлантического лосося (Salmo salar L.) возраста 1+, выращенной на рыбзаводе при разном световом режиме Table 2. The content of phospholipid classes (% dry weight) in juvenile Atlantic salmon (Salmo salar L.) 1+ age reared in a fish farm under different light regimes

Месяц
Month 		Август
August 		Сентябрь
September 		Октябрь
October 
Группы Groups Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/8 ч – темнота
16 h – light/8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h – light
(3)		 Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/
8 ч – темнота
16 h – light/8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h– light
(3)		 Контроль
Control
(1)		 16 ч – свет/
8 ч – темнота
16 h – light/8 h – dark
(2)		 24 ч – свет
24 h – light
(3)
n 15 15 15 15 15 15 15 15 15
ФЛ PL 3.49 ± ± 0.14 4.62 ± ± 0.131 5.29 ± ± 0.1512 4.40 ± ± 0.15B 5.57 ± ± 0.20B1 5.32 ± ± 0.171 3.14 ± ± 0.23C 3.37 ± ± 0.28BC 2.98 ± ± 0.19BC
ФИ PI 0.15 ± ± 0.01 0.19 ± ± 0.011 0.19 ± ± 0.011 0.16 ± ± 0.01 0.22 ± ± 0.01B1 0.16 ± ± 0.01B1 0.07 ± ± 0.01BC 0.12 ± ± 0.01BC1 0.08 ± ± 0.01BC2
ФС PS 0.07 ± ± 0.01 0.10 ± ± 0.011 0.09 ± ± 0.011 0.09 ± ± 0.01 0.08 ± ± 0.01B1 0.08 ± ± 0.012 0.06 ± ± 0.01C 0.05 ± ± 0.01BC 0.06 ± ± 0.01BC
ФЭА PEA 0.43 ± ± 0.03 0.57 ± ± 0.031 0.51 ± ± 0.031 0.57 ± ± 0.06 0.55 ± ± 0.04 0.78 ± ± 0.04B 0.48 ± ± 0.05 0.48 ± ± 0.05 0.48 ± ± 0.03C
ФХ PC 2.61 ± ± 0.13 3.50 ± ± 0.131 3.74 ± ± 0.111 3.28 ± ± 0.11B 4.34 ± ± 0.18B 3.90 ± ± 0.1612 2.34 ± ± 0.21C 2.49 ± ± 0.22BC 2.22 ± ± 0.14BC
ЛФХ LPC 0.14 ± ± 0.01 0.15 ± ± 0.03 0.22 ± ± 0.0412 0.19 ± ± 0.01B 0.24 ± ± 0.02B1 0.26 ± ± 0.021 0.05 ± ± 0.01BC 0.08 ± ± 0.01BC1 0.03 ± ± 0.01BC2
СФМ SFM 0.01 ± ± 0.00 0.01 ± ± 0.00 0.02 ± ± 0.00412 0.02 ± ± 0.002B 0.02 ± ± 0.004 0.02 ± ± 0.0021 0.01 ± ± 0.00C 0.01 ± ± 0.00BC 0.005 ± ± 0.00BC1
Неизвестные
Unknown 		0.16 ± ± 0.03 0.29 ± ± 0.021 0.35 ± ± 0.051 0.10 ± ± 0.01B 0.12 ± ± 0.01B 0.12 ± ± 0.02B 0.12 ± ± 0.02 0.14 ± ± 0.02B 0.10 ± ± 0.01B

Условные обозначения: Данные в таблице представлены в виде M ± SEM (ошибка среднего арифметического).ФИ – фосфатидилиназитол, ФС – фосфатидилсерин, ФЭА – фосфатидилэтаноламин, ФХ – фосфатидилхолин, ЛФХ – лизофосфатидилхолин, СФМ – сфингомиелин; n – количество проб.B– отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых в августе у рыб, содержащихся при однотипном режиме светового освещения; C – отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых в сентябре у рыб, содержащихся при однотипном режиме светового освещения; 1 – отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых у рыб, составляющих группу № 1; 2 – отличия достоверны (p ≤ 0.05) от таковых у рыб, составляющих группу № 2.

The data in the table are presented as M ± SEM (standard error of mean). PI – phosphatidylinositol, PS – phosphatidylserine, PEA – phosphatidylethanolamine, PC – phosphatidylcholine, LPC – lysophosphatidylcholine, SPM – sphingomyelin; n – the number of samples. B – significant differences (p ≤ 0.05) from those in August, fish exposed same light regime; C – significant differences (p ≤ 0.05) from those in September, fish exposed same light regime; 1 – significant differences (p ≤ 0.05) from those in fish from group 1; 2 – significant differences (p ≤ 0.05) from those in fish from group 2.

Исследования выполнены на базе лаборатории экологической биохимии с использованием оборудования Центра коллективного пользования Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Результаты исследований представлены в табл. 1 и 2. У мальков (1+) лосося из бассейнов с разным режимом фотопериода (контроль, свет 16/8 и 24/0 ч) за период август–сентябрь содержание общих липидов (ОЛ) было в пределах 26.24–30.16% сухой массы. В этот период у них в составе ОЛ доминировали запасные ТАГ (в пределах 14.94–17.19% сухой массы). У мальков в августе при световом режиме 16/8 отмечено незначительное, но достоверное повышение (относительно контроля) содержания ФЛ (за счет ФИ, ФС, ФЭА, ФХ), а также ДАГ, ХС, СЖК, индекса ФЛ + + ХС/ТАГ + ЭХС при снижении индекса ХС/ФЛ. В опытной партии мальков при режиме 24/0 (относительно контроля и режима 16/8 произошло повышение ФЛ (за счет ФХ, ЛФХ и СФМ), а также ДАГ, ХС и индекса ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС при снижении индекса ХС/ФЛ. В августе влияние режима фотопериода 16/8 и 24/0 отрицательно отразилось на массе мальков экспериментальных групп (до 16.61 г и 19.08 г соответственно против 21.62 г). Снижение массы рыб из опытных бассейнов совпало с повышением индекса ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС, причем в августе индекс ФЛ + + ХС/ТАГ + ЭХС был в большей степени выше у рыб при режиме 24/0 по сравнению с контрольным вариантом и режимом 16/8. В сентябре, как и в августе, при двух режимах фотопериода отмечено незначительное, но достоверное повышение (относительно контроля) содержания ОЛ за счет ФЛ (в том числе ФИ – при режиме 16/8, ФЭА – при 24/0, ФХи ЛФХ – при 16/8 и 24/0 и снижение ФС – при 16/8), а также повышение ДАГ (при 16/8), ХС (при 16/8 и 24/0), СЖК(при 24/0), вариации ЭХС и индекса ХС/ФЛ. Причем индекс ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС (отношение суммы структурных липидов к запасным) в период август–сентябрь был выше у мальков при искусственном освещении по сравнению с контролем (в августе – более высокий при режиме 24/0, в сентябре – при режиме 16/8). У мальков в сентябре по сравнению с таковым в августе темп роста в опытных бассейнах был выше, чем в контроле (в 1.6, в 1.33 и в 1.23 раза, соответственно, при свете 16/8, 24/0 и контроле). В сентябре темп роста мальков (1+) в опытных вариантах был выше (особенно при режиме 16/8), по массе и длине они почти сравнялись с контрольной группой. Отмеченный темп роста у экспериментальных рыб (особенно при режиме 16/8) положительно коррелировал с более повышенным индексом ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС, что указывает на преобладание структурного роста органов и тканей над жиронакоплением. В октябре (по сравнению с периодом август–сентябрь) содержание ОЛ достоверно снизилось у мальков (1+) из всех исследованных вариантов, но в большей степени – при режиме 24/0 (до 15.90% сухой массы).При этом снижение доли ФЛ (в основном ФЭА, ФХ, ЛФХ, СФМ, ФС и ФИ), а также ХС и ТАГ произошло как в контрольном, так и в опытных вариантах и практически не зависело от режима фотопериода. В октябре при режиме 16/8 и 24/0 у мальков лосося отмечено снижение (относительно контроля) ЭХС, ДАГ, индексов ХС/ФЛ (повышение ФЛ + + ХС/ТАГ + ЭХС) при росте СЖК. Снижение доли ДАГ и ЭХС положительно коррелировало с повышением СЖК, уровень которых относительно контроля повышался (в 1.7 и 1.4 раза при режиме16/8 и 24/0 соответственно).Темп роста мальков в октябре, как и в сентябре (по сравнению с таковыми в августе) был выше при световых режимах 16/8 и 24/0, чем в контроле (в 1.65, 1.55 и 1.3 раза соответственно). При этом индекс ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС у молоди, выращиваемой при световых режимах 16/8 и 24/0, оставался достоверно повышенным и равным (0.61) по сравнению с контролем (0.55).

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Доминирование ТАГ (запасных липидов) в составе ОЛ у двухлеток лосося по мере их роста объясняется тем, что мальки должны накопить энергетические резервы, необходимые как для успешной адаптации молоди при изменении осмолярности среды обитания при выпуске ее из пресной воды в морскую, так и для последующей ее миграции к местам нагула в море. Влияния различных режимов фотопериода на процесс накопления ТАГ в организме двухлеток лосося в исследуемый период (с августа по октябрь) не выявлено. Достоверная разница между контрольными и опытными (режим освещения 16/8 и 24/0) группами молоди лосося была обнаружена в содержании суммарных ФЛ и отдельных их классов – минорных ФИ, ФЭА, ЛФХ, СФМ, а также ХС. Эти изменения могут быть связаны с тем, что ФЛ помимо структурной функции выступают посредниками во многих сигнальных механизмах роста и развития, регулируют активность мембранносвязанных ферментов, обеспечивая поддержание на оптимальном уровне необходимых физиологических функций организма при адаптации к изменению внешних факторов, в том числе светового режима и температуры [16, 17]. Наблюдаемый рост содержания трудноокисляемых липидов ФХ и ХС (при режимах фотопериода 16/8 и 24/0), а также СФМ (при режиме 24/0) способствует стабилизации липидов мембран и тем самым препятствует активации свободнорадикального окисления (СРО) более ненасыщенных мембранных липидов, особенно в заводских условиях при дефиците антиоксидантов. Повышение доли ХС при двух световых режимах в августе и сентябре может быть связано с изменением гормонального фона у молоди, особенно при длительном световом периоде. Известно, что в регуляции липидного обмена (активации или подавлении активности ферментов липогенеза) участвуют липолитическе гормоны (гормон роста, тироксин и т.д.), биосинтез и секреция которых стимулируется в том числе такими факторами среды как свет и температура [1, 18]. Тироксин повышает содержание липидов, в частности, ХС у рыб [19], а также усиливает синтез СФМ, что согласуется с данными наших исследований по влиянию дополнительного освещения на рост и развитие молоди лосося возраста 1+ в выростных бассейнах и свидетельствует о повышении содержания СФМ, ХС в августе и в сентябре у опытных групп рыб при искусственном фотопериоде, особенно при режиме (24/0 ч). Снижение у мальков лосося соотношения ХС/ФЛ, отражающего вязкость и текучесть биомембран, в августе – при 16/8 и 24/0 световых режимах, а в сентябре – при фотопериоде 16/8 компенсирует рост более насыщенных мембранных липидов – ФХ и СФМ (в августе) и ФХ (в сентябре), которые, как известно, повышают вязкость мембран [20, 21]. Известно, что ХС образует в мембранах комплексы с холинсодержащими ФЛ – ФХ и СФМ и регулирует их метаболизм [22, 23]. Изменение уровня этих липидов в организме рыб взаимосвязано, что и было отмечено в наших исследованиях по влиянию двух световых режимов на рост молоди лосося. У мальков в сентябре и октябре при режиме 16/8 установлено повышение относительно контроля минорного фосфолипида – ФИ (в 1.4 и 1.7 раза соответственно), индуцирующего активность Na+, K+-ATФазы – ключевого фермента осморегуляции, на которую, в свою очередь, влияют условия среды [24, 25].

В сентябре темп роста мальков в опытных вариантах (особенно при 16/8) был выше по сравнению с контрольной группой. С понижением температуры воды в сентябре и октябре темп роста рыб не снижался и был несколько выше при действии световых режимов, чем в контроле (в большей степени при режиме 16/8).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, темп роста молоди лососей всех исследованных групп в период с июля по октябрь отражал естественные сезонные изменения регионального климата, которые включают вариации температуры воды и протяженность светового дня. При этом у мальков из бассейнов с режимом фотопериода 16/8 и 24/0 по сравнению с контрольным вариантом индекс ФЛ + ХС/ТАГ + ЭХС, отражающий соотношение структурных липидов к запасным, был достоверно выше (август – 0.34 контроль/0.43–0.51 опыт; сентябрь – 0.44/0.48–0.52; октябрь – 0.55/0.61). Эти изменения сопровождались повышенным темпом роста молоди в сентябре и октябре при двух световых режимах по сравнению с контролем и показателями в августе. Так, в сентябре по сравнению с августом (и соответствующими режимами) у рыб в контроле масса тела увеличилась в 1.23 раза; при режиме света 16/8 – в 1.6 раз, при режиме 24/0 – в 1.33 раза; в октябре по сравнению с августом (и соответствующими режимами) в контроле у рыб масса увеличивалась в 1.3 раза, при режиме 16/8 масса увеличилась в 1.65 раза, при режиме 24/0 – в 1.55 раза. Рост содержания трудноокисляемых липидов – ФХ и ХС, а также СФМ, препятствующих активации свободнорадикального окисления более ненасыщенных мембранных липидов и увеличение ФИ, можно рассматривать в качестве биохимических индикаторов адаптивных изменений липидного состава у двухлеток (1+) атлантического лосося, выращиваемого в заводских условиях при различных режимах освещения в искусственных условиях, в процессе подготовки молоди к смолтификации и смене среды обитания с пресной на морскую.

Список литературы

  1. Björnsson B.T., Stefansson S.O., McCormick S. D. Environmental endocrinology of salmon smoltification. Gen. Compar. Endocrinology. 170: 290–298.2011.

  2. Handeland S.O., Porter M., Björnsson B.T., Stefansson S.O. Osmoregulation and growth in a wild and a selected strain of atlantic salmon on two photoperiod regimes. Aquaculture. 222(1–4): 29–43.2003.

  3. Saunders R.L., Specker J.L., Komourdjian M.P. Effects of photoperiod on growth and smolting in juvenile Atlantic salmon. Aquaculture. 82(1–4): 103–117.1989.

  4. Boeuf G., Bail P.-Y. Does light have an influence on fish growth? Aquaculture. 177(3): 129–152. 1999.

  5. Пестрикова Л.И. Физиологическое состояние молоди атлантического лосося, выращиваемого на рыбоводных заводах Мурманской области. Материалы Междунар. Конф. “Современные проблемы физиологии и биохимии водных организмов”. (6–9 сентября 2004 г., г. Петрозаводск, Республика Карелия). Петрозаводск. 2004. [Pestrikova L.I. Fiziologicheskoe sostoyanie molodi atlanticheskogo lososya, vyrashchivaemogo na rybovodnyhzavodah Murmanskojoblasti.Materialy Mezhdunarodnoj konferencii “Sovremennye problem fiziologii i biohimii vodnyh organizmov”. (6–9 sentyabrya 2004 g., g. Petrozavodsk, Respublika Kareliya) [Physiological state of juvenile Atlantic salmon reared infarms in the Murmansk Region.Materials of the International Conference Modern problems of physiology and biochemistry of aquatic organisms (September 6–9. 2004. Petrozavodsk. Republic of Karelia)]. Petrozavodsk. 2004. (In Russ)].

  6. Metcalfe N.B., Thorpe J.E. Determinants of geographical variation in the age of seaward-migrating salmon, Salmo salar. J. Animal Ecology. 59: 135–145. 1990.

  7. Hung S.O., Moore B.J., Bordner C.E., Conte F.S.Growth of Juvenile White Sturgeon (Acipenser transmontanas) fed Different Purified Diets1. J. Nutr. 117(2): 328.1987.

  8. Kanazawa A. Effects of docosahexaenoic acid and phospholipids on stress tolerance of fish. Aquaculture. 155(1–4): 129–134. 1997.

  9. Гершанович А.Д., Лапин В.И., Шатуновский М.И. Особенности обмена липидов у рыб. Успехи соврем. биологии. 111(2): 207–219. 1991. [Gershanovich A.D., Lapin V.I., Shatunovsky M.I. Features of lipid metabolism in fish. Successes of modern biology. 111 (issue 2.): 207–219. 1991. (In Russ)].

  10. Folch J., Lees M., Sloan-Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids animal tissue (for brain, liver and muscle). J. Biol. Chem. 226: 497–509. 1957.

  11. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М. Мир. 1975. [Kejts M. Tekhnikalipidologii. Vydelenie, analiziidentifikaciya lipidov [The technique of lipidology. Isolation, analysis and identification of lipids]. Moscow. Nauka. 1975. (In Russ)].

  12. Olsen R.E., Henderson R.J. The rapid analysis of neutral and polar marine lipids using double-development HPTLC and scanning densitometry. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 129: 189–197. 1989.

  13. Hellwig J. Definig parameters for a reproducible TLC-separation of phospholipids using ADC. Diploma thesis. Germany. 2008.

  14. Arduini A., Peschechera A., Dottori S., Sciarroni A.F., Serafini F., Calvani M.High-performance liquid chromatography of long-chainacylcarnitineandphospholipids in fatty acid turnover studies. J. Lipid Res. 37(2): 684–689. 1996.

  15. Коросов А.В., Горбач В.В. Компьютерная обработка биологических данных. Петрозаводск. 2007. [Korosov A.V., Gorbach V.V. Komp’yuternaya obrabotka biologicheskih dannyh [Computer processing of biological data]. Petrozavodsk. 2007. (In Russ)].

  16. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адаптационная функция липидов. Л. Наука. 1981. [Kreps E.M. Lipidykletochnyhmembran. Evolyuciya lipidov mozga. Adaptacionnayafunkciya lipidov [Cell membrane lipids. The evolution of brain lipids. Lipid Adaptation Function]. L. Nauka. 1981. (In Russ)].

  17. Hochachka P.W., Somero G.N. Biochemical adaptation: mechanism and process in physiological evolution. N.Y. Oxford Univer. Press. 2002.

  18. Саутин Ю.Ю. Проблема регуляции адаптационных изменений липогенеза, липолиза и транспорта липидов у рыб. Успехи соврем. биологии. 107(1): 131–147. 1989. [Sautin Yu.Yu. The problem of regulation of adaptive changes in lipogenesis, lipolysis and lipid transport in fish. Successes of modern biology. 107(1): 131–147. 1989. (In Russ)].

  19. Ghosh R.K., Medda A.K. Effect of thyroxine and thiourea on cholesterol total lipid and glycogen contents of brain of Singi fish (Heteropneustesfossilisbloch). Neurochem. Internat. 6(1): 97–101. 1984.

  20. Коломийцева И.К., Перепелкина Н.И., Патрушев И.В., Попов В.И. Роль липидов в сборкe эндоплазматического ретикулума и диктиосом нейрональных клеток коры головного мозга якутского суслика Citellusundulates при гибернации. Биохимия. 68: 954–967. 2003. [Kolomiytseva I.K., Perepelkina N.I., Patrushev I.V., Popov V.I. The role of lipids in the assembly of the endoplasmic reticulum and dictios of neuronal cells of the cerebral cortex of the Yakut gopher Citellus undulates during hibernation. Biochemistry. 68: 954–967. 2003 (In Russ)].

  21. Barak S., Fischer G., Rivney B. On the mechanism of sphingomyelin interaction roith solubilized membrane proteins. Membr. Biochem. 7(3): 153–73. 1998.

  22. Степанов А.Е., Краснопольский Ю.М., Швец В.И. Физиологически активные липиды. М. Наука. 1991. [Stepanov A.E., Krasnopol’skij YU.M., Shvec V.I. Fiziologicheski aktivnye lipidy [Physiologically Active Lipids] M. Nauka. 1991. (In Russ)].

  23. Ипатова О.М., Торховская Т.И., Захарова Т.С., Халилов Э.М.Сфинголипиды и клеточная сигнализация: участие в апоптозе и атерогенезе. Биохимия. 71(7): 882–893. 2006. [Ipatova O.M., Torkhovskaya T.I., Zakharova T.S., Halilov E.M. Sphingolipids and cell signaling: participation in apoptosis and atherogenesis. Biochemistry. 71(7): 882–893. 2006. (In Russ)].

  24. Болдырев А.А., Кяйвяряйнен Е.И., Илюха В.А. Мембранология. Петрозаводск. КарНЦ РАН. 2006. [Boldyrev A.A., Kyajvyaryajnen E.I., Ilyuha V.A. Membranologiya. [Membraneology] Petrozavodsk. KarRCRAS. 2006. (In Russ)].

  25. Bystriansky J.S., Ballantyne J.S. Gill Na+,K+-ATPase activity correlates with basolateral membrane lipid composition in seawater but not freshwater-acclimated Arctic charr (Salvelinus alpines). Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp.Physiol. 292(2): R1043–R1051.2007.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал