1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Микробиология
  4. T. 92, № 5, 2023

Микробиология, 2023, T. 92, № 5, стр. 467-476

Молекулярно-генетический и функциональный анализ сигнальной системы Rap-Phr плазмиды pBS72 природных бактерий Bacillus subtilis

А. С. Гуринович a, *, М. А. Титок a, **

a Кафедра микробиологии, биологический факультет, Белорусский государственный университет
220030 Минск, Республика Беларусь

* E-mail: nastia.gurinovich96@gmail.com
** E-mail: m_titok@bsu.by

Поступила в редакцию 08.04.2023
После доработки 26.05.2023
Принята к публикации 28.05.2023

Аннотация

В результате проведенного исследования установлено, что сигнальная система чувства кворума Rap‒Phr плазмиды pBS72 обладает функциональными особенностями. Показано филогенетическое родство фосфатазы Rap, кодируемой плазмидой pBS72, c гомологичными полипептидами RapP и RapI, детерминируемыми плазмидой pBS32 (идентичность составила 68.4%) и конъюгативным транспозоном ICEBs1 (идентичность составила 36.9%). Подобно филогенетически родственным фосфатазам исследуемый белок Rap негативно влиял на процесс споруляции. В отличие от известных сигнальных систем, выявлено влияние белков Rap‒Phr на жизнеспособность плазмидсодержащих донорных бактерий при конъюгационном переносе плазмиды pBS72 в изогенной системе скрещивания. При нарушении генов rap‒phr через 3 и 4 ч скрещивания количество жизнеспособных клеток донора с мутантной плазмидой уменьшалось в 10 раз, а через 24 ч скрещивания – в 100 раз. При этом количество образующихся трансконъюгантов практически не менялось. Полученные результаты являются основой для изучения механизмов, обеспечивающих влияние внехромосомных генетических элементов на содержащих их донорных бактерий, обеспечивающих распространение pBS72-подобных плазмид в природной среде обитания.

Ключевые слова: Bacillus subtilis, плазмида, Rap-фосфатаза, Phr-феромон, спорообразование, конъюгационный перенос, компетентность

Список литературы

  1. Гуринович А.С., Титок М.А. Молекулярно-генетический и функциональный анализ плазмиды pBS72 природных бактерий Bacillus subtilis // Микробиология. 2020. Т. 89. С. 646‒657.https://doi.org/10.31857/S0026365620060063

  2. Gurinovich A.S., Titok M.A. Molecular genetic and functional analysis of the pBS72 plasmid from Bacillus subtilis environmental isolates // Microbiology (Moscow). 2020. V. 89. P. 660–669.https://doi.org/10.1134/S0026261720060065

  3. Гуринович А.С., Титок М.А. Молекулярно-генетический и функциональный анализ системы конъюгации плазмиды pBS72 природных бактерий Bacillus subtilis // Microbiology (Moscow). 2022. V. 91. P. 451–465. https://doi.org/10.31857/S0026365622300188

  4. Gurinovich A.S., Titok M.A. Molecular genetic and functional analysis of the conjugation system of the pBS72 plasmid from Bacillus subtilis environmental isolates // Microbiology (Moscow). 2022. V. 91. № 4. P. 395–408.https://doi.org/10.1134/S002626172230018X

  5. Baker M.D., Neiditch M.B. Structural basis of response regulator inhibition by a bacterial anti-activator protein // PLoS Biol. 2011. V. 9. Art. e1001226. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1001226

  6. Beauregard P.B., Chai Y., Vlamakis H., Losick R., Kolter R. Bacillus subtilis biofilm induction by plant polysaccharides // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. P. 1621–1630. https://doi.org/10.1073/pnas.1218984110

  7. Belas R. When the swimming gets tough, the tough form a biofilm // Mol. Microbiol. 2013. V. 90. P. 1–5. https://doi.org/10.1111/mmi.12354

  8. Bendori S.O., Pollak S., Hizi D., Eldar A. The RapP‒PhrP quorum-sensing system of Bacillus subtilis strain NCIB3610 affects biofilm formation through multiple targets, due to an atypical signal-insensitive allele of RapP // J. Bacteriol. 2015. V. 197. P. 592–602.https://doi.org/10.1128/JB.02382-14

  9. Boguslawski K.M., Hill P.A., Griffith K.L. Novel mechanisms of controlling the activities of the transcription factors Spo0A and ComA by the plasmid-encoded quorum sensing regulators Rap60‒Phr60 in Bacillus subtilis // Mol. Microbiol. 2015. V. 96. P. 325–348. https://doi.org/10.1111/mmi.12939

  10. Branda S.S., Chu F., Kearns D.B., Losick R., Kolter R. A major protein component of the Bacillus subtilis biofilm matrix // Mol. Microbiol. 2006. V. 59. P. 1229–1238. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.05020x

  11. Bullock W.O., Fernandez J.M., Short J.M. XL1-Blue: a high efficiency plasmid transforming recA Escherichia coli strain with beta-galactosidase selection // BioTechniques. 1987. V. 5. P. 376–378.

  12. Burton A.T., Kearns D.B. The large pBS32/pLS32 plasmid of ancestral Bacillus subtilis // J. Bacteriol. 2020. V. 202. Art. e00290-20.https://doi.org/10.1128/JB.00290-20

  13. Comella N., Grossman A.D. Conservation of genes and processes controlled by the quorum response in bacteria: characterization of genes controlled by the quorum-sensing transcription factor ComA in Bacillus subtilis // Mol. Microbiol. 2005. V. 57. P. 1159–1174. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.04749x

  14. Erez Z., Steinberger-Levy I., Shamir M., Doron S., Stokar-Avihail A., Peleg Y., Melamed S., Leavitt A., Savidor A., Albeck S., Amitai G., Sorek R. Communication between viruses guides lysis-lysogeny decisions // Nature. 2017. V. 541. P. 488–493. https://doi.org/10.1038/nature21049

  15. Even-Tov E., Bendori S.O., Pollak S., Eldar A. Transient duplication dependent divergence and horizontal transfer underlie the evolutionary dynamics of bacterial cell–cell signaling // PLoS Biol. 2016. V. 14. Art. e2000330.https://doi.org/10.1371/journal.pbio.2000330

  16. Gallegos-Monterrosa R., Christensen M.N., Barchewitz T., Koppenhofer S., Priyadarshini B., Balint B., Maroti G., Kempen P.J., Dragos A., Kovacs A.T. Impact of Rap‒Phr system abundance on adaptation of Bacillus subtilis // Commun. Biol. 2021. V. 4. P. 468. https://doi.org/10.1038/s42003-021-01983-9

  17. Gastelum G., de la Torre M., Rocha J. Rap protein paralogs of Bacillus thuringiensis: a multifunctional and redundant regulatory repertoire for the control of collective functions // J. Bacteriol. 2020. V. 202. Art. e00747-19. https://doi.org/10.1128/JB.00747-19

  18. Gonzalez-Pastor J.E., Hobbs E.C., Losick R. Cannibalism by sporulating bacteria // Science (New York, N.Y.). 2003. V. 301. P. 510–513. https://doi.org/10.1126/science.1086462

  19. Harwood C.R., Mouillon J.M., Pohl S., Arnau J. Secondary metabolite production and the safety of industrially important members of the Bacillus subtilis group // FEMS Microbiol. Rev. 2018. V. 42. P. 721–738.https://doi.org/10.1093/femsre/fuy028

  20. Lopez D., Vlamakis H., Losick R., Kolter R. Cannibalism enhances biofilm development in Bacillus subtilis // Mol. Microbiol. 2009. V. 74. P. 609–618.https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2009.06882.x

  21. Mirouze N., Dubnau D. Chance and necessity in Bacillus subtilis development // Microbiol. Spectrum. 2013. V. 1. Art. TBS-0004-2012. https://doi.org/10.1128/microbiolspectrum.TBS-0004-2012

  22. Molecular Biological Methods for Bacillus / Eds. Harwood C.R., Cutting S.M. N.Y.: Chichester, 1991. P. 75–174.

  23. Neiditch M.B., Capodagli G.C., Prehna G., Federle M.J. Genetic and structural analyses of RRNPP intercellular peptide signaling of gram-positive bacteria // Annu. Rev. Genet. 2017. V. 51. P. 311–333.https://doi.org/10.1146/annurev-genet-120116-023507

  24. Parashar V., Konkol M.A., Kearns D.B., Neiditch M.B. A plasmid-encoded phosphatase regulates Bacillus subtilis biofilm architecture, sporulation, and genetic competence // J. Bacteriol. 2013. V. 195. P. 2437–2448.https://doi.org/10.1128/JB.02030-12

  25. Parashar V., Mirouze N., Dubnau D.A., Neiditch M.B. Structural basis of response regulator dephosphorylation by Rap phosphatases // PLoS Biol. 2011. V. 9. Art. e1000589.https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000589

  26. Rosch T.C., Golman W., Hucklesby L., Gonzalez-Pastor J.E., Graumann P.L. The presence of conjugative plasmid pLS20 affects global transcription of its Bacillus subtilis host and confers beneficial stress resistance to cells // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 1349–1358.https://doi.org/10.1128/AEM.03154-13

  27. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd ed. / Eds. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. N.Y., Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989. 468 p.

  28. Serra C.R., Earl A.M., Barbosa T.M., Kolter R., Henriques A.O. Sporulation during growth in a gut isolate of Bacillus subtilis // J. Bacteriol. 2014. V. 196. P. 4184–4196. https://doi.org/10.1128/JB.01993-14

  29. Singh P.K., Ramachandran G., Duran-Alcalde L., Alonso C., Wu L.J., Meijer W.J. Inhibition of Bacillus subtilis natural competence by a native, conjugative plasmid-encoded comK repressor protein // Environ. Microbiol. 2012. V. 14. P. 2812–2825.https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2012.02819x

  30. Singh P.K., Ramachandran G., Ramos-Ruiz R., Peiro-Pastor R., Abia D., Wu L.J., Meijer W.J. Mobility of the native Bacillus subtilis conjugative plasmid pLS20 is regulated by intercellular signaling // PLoS Genet. 2013. V. 9. Art. e1003892.https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003892

  31. te Riele H., Michel B., Ehrlich S.D. Single-stranded plasmid DNA in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 2541–2545.https://doi.org/10.1073/pnas.83.8.2541

  32. Verhamme D.T., Kiley T.B., Stanley-Wall N.R. DegU co-ordinates multicellular behaviour exhibited by Bacillus subtilis // Mol. Microbiol. 2007. V. 65. P. 554–568.https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2007.05810x

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Микробиология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал