1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии
  4. T. 39, № 5, 2022

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии, 2022, T. 39, № 5, стр. 373-383

Формирование пор амфипатическими пептидами в замкнутых мембранах

О. В. Кондрашов a, П. И. Кузьмин a, С. А. Акимов a, *

a Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН
119071 Москва, Россия

* E-mail: akimov_sergey@mail.ru

Поступила в редакцию 08.04.2022
После доработки 23.05.2022
Принята к публикации 24.05.2022

Аннотация

Многие амфипатические антимикробные пептиды (АМП) убивают бактерии за счет формирования сквозных пор в плазматических мембранах. Ранее высказывались по крайней мере два альтернативных типа гипотез о механизмах порации мембран АМП. Так называемые нелокальные модели предполагают, что АМП при взаимодействии с мембраной модифицируют ее интегральные упругие характеристики, в частности латеральное натяжение, что приводит к уменьшению энергии деформаций в процессе образования чисто липидной поры. Молекулы АМП при этом могут находиться вдали от образующейся поры. В локальных моделях предполагается, что поры формируются в непосредственной близости от одиночных молекул АМП или их агрегатов; при этом пептиды частично или полностью выстилают кромку поры. В обоих типах моделей предполагается, что процесс образования поры проходит через промежуточную структуру, так называемый гидрофобный дефект. В настоящей работе мы рассчитали энергию образования гидрофобного дефекта в мембране с адсорбированными молекулами АМП в предположении о нелокальном механизме порации. Было показано, что АМП действительно понижают энергию гидрофобного дефекта. Однако это понижение энергии оказывается недостаточным, чтобы объяснить наблюдаемое экспериментально среднее время ожидания порации мембран. Таким образом, можно заключить, что амфипатические пептиды образуют поры в мембранах преимущественно по локальному механизму, непосредственно участвуя в формировании кромки поры, хотя нелокальные эффекты взаимодействия АМП с мембраной несколько облегчают порацию мембраны в целом.

Ключевые слова: антимикробный пептид, теория упругости, пора, латеральное натяжение, гидрофобный дефект

Список литературы

  1. Pérez-Peinado C., Dias S.A., Domingues M.M., Benfield A.H., Freire J.M., Rádis-Baptista G., Gaspar D., Castanho M.A.R.B., Craik D.J., Henriques S.T., Veiga A.S., Andreu D. 2018. Mechanisms of bacterial membrane permeabilization by crotalicidin (Ctn) and its fragment Ctn (15–34), antimicrobial peptides from rattlesnake venom. J. Biol. Chem. 293, 1536–1549.

  2. Hasan M., Karal M.A.S., Levadnyy V., Yamazaki M. 2018. Mechanism of initial stage of pore formation induced by antimicrobial peptide magainin 2. Langmuir 34, 3349–3362.

  3. Parvez F., Alam J.M., Dohra H., Yamazaki M. 2018. Elementary processes of antimicrobial peptide PGLa-induced pore formation in lipid bilayers. Biochim. Biophys. Acta. 1860, 2262–2271.

  4. Park S.C., Kim J.Y., Shin S.O., Jeong C.Y., Kim M.H., Shin S.Y., Cheong G.-W., Park Y., Hahm K.S. 2006. Investigation of toroidal pore and oligomerization by melittin using transmission electron microscopy. Biochem. Biophys. Res. Comm. 343, 222–228.

  5. Tamba Y., Ariyama H., Levadny V., Yamazaki M. 2010. Kinetic pathway of antimicrobial peptide magainin 2-induced pore formation in lipid membranes. J. Phys. Chem. B. 114, 12018–12026.

  6. Huang H.W. 2006. Molecular mechanism of antimicrobial peptides: The origin of cooperativity. Biochim. Biophys. Acta. 1758, 1292–1302.

  7. Pan J., Tieleman D.P., Nagle J.F., Kučerka N., Tristram-Nagle S. 2009. Alamethicin in lipid bilayers: Combined use of X-ray scattering and MD simulations. Biochim. Biophys. Acta. 1788, 1387–1397.

  8. Chen F.Y., Lee M.T., Huang H.W. 2003. Evidence for membrane thinning effect as the mechanism for peptide-induced pore formation. Biophys. J. 84, 3751–3758.

  9. Zemel A., Ben-Shaul A., May S. 2005. Perturbation of a lipid membrane by amphipathic peptides and its role in pore formation. Eur. Biophys. J. 34, 230–242.

  10. Santo K.P., Berkowitz M.L. 2012. Difference between magainin-2 and melittin assemblies in phosphatidylcholine bilayers: results from coarse-grained simulations. J. Phys. Chem. B. 116, 3021–3030.

  11. Campelo F., McMahon H.T., Kozlov M.M. 2008. The hydrophobic insertion mechanism of membrane curvature generation by proteins. Biophys. J. 95, 2325–2339.

  12. Huang H.W. 2000. Action of antimicrobial peptides: Two-state model. Biochemistry. 39, 8347–8352.

  13. Huang H.W., Chen F.Y., Lee M.T. 2004. Molecular mechanism of peptide-induced pores in membranes. Phys. Rev. Lett. 92, 198304.

  14. Manzini M.C., Perez K.R., Riske K.A., Bozelli Jr.J.C., Santos T.L., da Silva M.A., Saraiva G.K.V., Politi M.J., Valente A.P., Almeida F.C.L., Chaimovich H., Rodrigues M.A., Bemquerer M.P., Schreier S., Cuccovia I.M. 2014. Peptide: Lipid ratio and membrane surface charge determine the mechanism of action of the antimicrobial peptide BP100. Conformational and functional studies. Biochim. Biophys. Acta. 1838, 1985–1999.

  15. Evans E., Rawicz W. 1990. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes. Phys. Rev. Lett. 64, 2094.

  16. Rawicz W., Olbrich K.C., McIntosh T., Needham D., Evans E. 2000. Effect of chain length and unsaturation on elasticity of lipid bilayers. Biophys. J. 79, 328–339.

  17. Mueller P., Rudin D.O., Tien H.T., Wescott W.C. 1963. Methods for the formation of single bimolecular lipid membranes in aqueous solution. J. Phys. Chem. 67, 534–535.

  18. Montal M., Mueller P. 1972. Formation of bimolecular membranes from lipid monolayers and a study of their electrical properties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 69, 3561–3566.

  19. Saitov A., Akimov S.A., Galimzyanov T.R., Glasnov T., Pohl P. 2020. Ordered lipid domains assemble via concerted recruitment of constituents from both membrane leaflets. Phys. Rev. Lett. 124, 108102.

  20. Bashkirov P.V., Kuzmin P.I., Chekashkina K., Arrasate P., Vera Lillo J., Shnyrova A.V., Frolov V.A. 2020. Reconstitution and real-time quantification of membrane remodeling by single proteins and protein complexes. Nat. Protocols. 15, 2443–2469.

  21. Galimzyanov T.R., Bashkirov P.V., Blank P.S., Zimmerberg J., Batishchev O.V., Akimov S.A. 2020. Monolayerwise application of linear elasticity theory well describes strongly deformed lipid membranes and the effect of solvent. Soft Matter. 16, 1179–1189.

  22. Karal M.A.S., Alam J.M., Takahashi T., Levadny V., Yamazaki M. 2015. Stretch-activated pore of the antimicrobial peptide, magainin 2. Langmuir. 31, 3391–3401.

  23. Kabelka I., Vácha R. 2015. Optimal conditions for opening of membrane pore by amphiphilic peptides. J. Chem. Phys. 143, 243115.

  24. Qian S., Wang W., Yang L., Huang H.W. 2008. Structure of transmembrane pore induced by Bax-derived peptide: evidence for lipidic pores. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, 17379–17383.

  25. Yang L., Harroun T.A., Weiss T.M., Ding L., Huang H.W. 2001. Barrel-stave model or toroidal model? A case study on melittin pores. Biophys. J. 81, 1475–1485.

  26. Chen F.Y., Lee M.T., Huang H.W. 2003. Evidence for membrane thinning effect as the mechanism for peptide-induced pore formation. Biophys. J. 84, 3751–3758.

  27. Zhdanov V.P. 2014. Interaction of amphipathic α-helical peptides with a lipid membrane: Adsorption and pore formation. Physica A. 401, 45–51.

  28. Дерягин Б.В., Гутоп Ю.В. 1962. Теория разрушения (прорыва) свободных пленок. Коллоидн. журн. 24, 431–437.

  29. Abidor I.G., Arakelyan V.B., Chernomordik L.V., Chizmadzhev Y.A., Pastushenko V.F., Tarasevich M.P. 1979. Electric breakdown of bilayer lipid membranes: I. The main experimental facts and their qualitative discussion. J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem. 104, 37–52.

  30. Weaver J.C., Chizmadzhev Y.A. 1996. Theory of electroporation: A review. Bioelectrochem. Bioenerg. 41, 135–160.

  31. Akimov S.A., Volynsky P.E., Galimzyanov T.R., Kuzmin P.I., Pavlov K.V., Batishchev O.V. 2017. Pore formation in lipid membrane I: Continuous reversible trajectory from intact bilayer through hydrophobic defect to transversal pore. Sci. Rep. 7, 12152.

  32. Akimov S.A., Volynsky P.E., Galimzyanov T.R., Kuzmin P.I., Pavlov K.V., Batishchev O.V. 2017. Pore formation in lipid membrane II: Energy landscape under external stress. Sci. Rep. 7, 12509.

  33. Акимов С.А., Александрова В.В., Галимзянов Т.Р., Башкиров П.В., Батищев О.В. 2017. Механизм формирования пор в мембранах из стеароилолеоилфосфатидилхолина под действием латерального натяжения. Биол. мембраны. 34, 270–283.

  34. Галимзянов Т.Р., Молотковский Р.Ю., Кузьмин П.И., Акимов С.А. 2011. Стабилизация бислойной структуры рафтов за счет упругих деформаций мембраны. Биол. мембраны. 28, 307–314.

  35. Galimzyanov T.R., Molotkovsky R.J., Cohen F.S., Pohl P., Akimov S.A. 2016. “Galimzyanov et al. Reply”. Phys. Rev. Lett. 116, 079802.

  36. Marcelja S. 1977. Structural contribution to solute-solute interaction. Croat. Chem. Acta 49, 347–357.

  37. Hamm M., Kozlov M.M. 2000. Elastic energy of tilt and bending of fluid membranes. Eur. Phys. J. E. 3, 323–335.

  38. Kondrashov O.V., Galimzyanov T.R., Pavlov K.V., Kotova E.A., Antonenko Y.N., Akimov S.A. 2018. Membrane elastic deformations modulate gramicidin A transbilayer dimerization and lateral clustering. Biophys. J. 115, 478–493.

  39. Kondrashov O.V., Galimzyanov T.R., Jiménez-Munguía I., Batishchev O.V., Akimov S.A. 2019. Membrane-mediated interaction of amphipathic peptides can be described by a one-dimensional approach. Phys. Rev. E. 99, 022401.

  40. Leikin S., Kozlov M.M., Fuller N.L. Rand R.P. 1996. Measured effects of diacylglycerol on structural and elastic properties of phospholipid membranes. Biophys. J. 71, 2623–2632.

  41. Nagle J.F., Wilkinson D.A. 1978. Lecithin bilayers. Density measurement and molecular interactions. Biophys. J. 23, 159–175.

  42. Kollmitzer B., Heftberger P., Rappolt M., Pabst G. 2013. Monolayer spontaneous curvature of raft-forming membrane lipids. Soft Matter. 9, 10877–10884.

  43. Pastushenko V.F., Chizmadzhev Y.A., Arakelyan V.B. 1979. Electric breakdown of bilayer lipid membranes: II. Calculation of the membrane lifetime in the steady-state diffusion approximation. J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem. 104, 53–62.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал