1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биология моря
  4. T. 45, № 4, 2019

Биология моря, 2019, T. 45, № 4, стр. 240-249

Влияние секреторных продуктов морулярных клеток на фагоциты голотурии Eupentacta fraudatrix (Djakonov et Baranova, 1958) (Sclerodactylidae: Dendrochirotida)

О. А. Уланова 1, *, Л. С. Долматова 1

1 Тихоокеанский океанологический институт им. В.И. Ильичева ДВО РАН
690041 Владивосток, Россия

* E-mail: olga_shitkova@mail.ru

Поступила в редакцию 26.06.2018
После доработки 11.09.2018
Принята к публикации 18.10.2018

Полный текст (PDF)

Аннотация

Исследовано влияние гуморальных продуктов морулярных клеток (МК) на уровень апоптоза, концентрацию цитокиноподобных веществ и экспрессию поверхностных рецепторов к растительным лектинам из Arachis hypogaea, Glycine max и к конканавалину А (Кон А) в фагоцитах двух типов (Ф1 и Ф2) голотурии Eupentacta fraudatrix (Djakonov et Baranova, 1958). Показано, что супернатант МК вызывал в Ф1 снижение уровня апоптоза и концентрации интерлейкин-1α-подобных веществ (ИЛ-1α-ПВ), а в Ф2, напротив, их увеличение. По-видимому, увеличение концентрации ИЛ-1α-ПВ стимулирует апоптоз в Ф2 голотурии E. fraudatrix при воздействии супернатанта МК. Противоположное изменение уровня апоптоза в фагоцитах двух типов при воздействии супернатанта МК зависит от экспрессии разных рецепторов: в Ф1 задействованы рецепторы с углеводными остатками N-ацетил-D-галактозамина и β-D-галактозы, а в Ф2 – α-D-маннозы. Полученные данные свидетельствуют о разной роли фагоцитов Ф1 и Ф2 в иммунном ответе. Разный уровень связывания лектинов с поверхностными рецепторами Ф1 и Ф2 указывает на различия в их рецепторном аппарате и на возможность использования определения связывания лектинов с клетками для фенотипирования этих иммуноцитов.

Ключевые слова: взаимодействие клеток, фагоциты, морулярные клетки, иммунитет голотурий, апоптоз, лектины

Морские гидробионты представляют значительный интерес не только как пищевые объекты, но и как источники получения биологически активных веществ (Беседнова, 2014). В то же время из-за постоянного контакта с другими организмами, в частности с болезнетворными бактериями, морские гидробионты подвержены заболеваниям и гибели (Долматова и др., 2017). В этой связи важно изучать иммунитет данных животных и возможности его регуляции.

Голотурия Eupentacta fraudatrix (Holothuroidea: Echinodermata) является обычным обитателем шельфа Японского моря, это удобный модельный объект для исследования врожденного иммунитета. Однако к настоящему времени механизмы иммунитета у голотурий недостаточно изучены. Известно, что иглокожие, в том числе голотурии, занимают особое место среди беспозвоночных, так как находятся в основании древа Deuterostomia, к которому относятся и позвоночные, их иммунная система представляет собой сложно организованную морфофункциональную структуру (Кудрявцев и др., 2005). Ключевую роль в иммунных реакциях голотурий играют фагоциты и морулярные клетки (МК) (Chia, Xing, 1996). Фагоциты подобно макрофагам позвоночных захватывают и инкапсулируют антигены. Морулярные клетки участвуют в инкапсуляции чужеродных микроорганизмов, в заживлении ран и регенерации (Chia, Xing, 1996). Центрифугирование целомической жидкости голотурии E. fraudatrix в градиенте плотности фиколла-верографина позволило выделить два типа фагоцитов (Ф1 и Ф2) с разной функциональной активностью (Долматова и др., 2004).

У позвоночных животных иммунный ответ осуществляется при взаимодействии клеток и может координироваться гуморальными продуктами (Shapouri-Moghaddam et al., 2018). Среди гуморальных регуляторов иммунного ответа у позвоночных важную роль играют лектины и цитокины. Лектины – это белки, обладающие свойством специфично и обратимо связывать углеводы и их остатки в биополимерах. Лектины способны влиять на межклеточную кооперацию и реализацию программируемой клеточной смерти (апоптоз) (Рапопорт и др., 2010). Одним из перспективных методологических подходов в клеточной биологии и иммунологии является использование растительных лектинов (Сухачев и др., 2009). Так, растительные лектины, в частности конканавалин А (Кон А), часто используются для модуляции иммунного ответа в эксперименте (Павловская, Гагарина, 2017). Лектины тесно связаны с функциональной активностью иммунных клеток, что находит применение в исследованиях врожденного иммунитета у различных представителей беспозвоночных (Сухачев и др., 2009). Известно, что повышение уровня цитокинов запускает апоптоз (Чечина и др., 2009). Причем по данным ряда авторов на продукцию цитокиноподобных веществ иммуноцитами морских гидробионтов могут влиять лектины (Запорожец и др., 2004; Черников и др., 2007). Иммунные клетки голотурий различаются по уровню апоптоза, концентрации цитокиноподобных веществ, в частности интерлейкин-1α-подобных веществ (ИЛ-1α-ПВ), а также по уровню связывания растительных лектинов рецепторами на поверхности клеток (Долматова и др., 2006). У голотурий показана возможность взаимодействия между иммуноцитами на гуморальном уровне (Zaika, Dolmatova, 2013; Долматова, Уланова, 2014). Однако данных о взаимодействии иммунноцитов голотурии E. fraudatrix недостаточно.

В связи с этим цель настоящей работы заключалась в исследовании влияния секреторных продуктов морулярных клеток на уровень апоптоза, концентрацию ИЛ-1α-ПВ и на связывание растительных лектинов поверхностными рецепторами двух типов фагоцитов голотурии E. fraudatrix.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

Особей Eupentacta fraudatrix (длина тела 35–65 мм) собирали в зал. Петра Великого Японского моря. До начала экспериментов в течение 2–4 нед. животных содержали в аквариуме с проточной аэрируемой морской водой. Голотурий надрезали скальпелем, целомическую жидкость отбирали и добавляли к антикоагулирующему раствору в соотношении 1 : 2 по объему (Chia, Xing, 1996). Фракции, обогащенные МК, Ф1 и Ф2, получали центрифугированием образцов в ступенчатом градиенте фиколла-верографина. Полученные клетки отмывали фосфатно-солевым буфером с добавлением NaCl, pH 7.6 (ФСБН) (Zaika, Dolmatova, 2013). Культивирование иммуноцитов проводили в среде 199, дополнительно содержащей на 1 л 16.41 г NaCl, 0.264 г KCl, 0.87 г CaCl2, 4.98 г MgCl2, 3.87 г MgSO4, 22.74 г глицина, 0.1 г глюкозы, 2.5 г бычьего сывороточного альбумина и 50 мг гентамицина (модификация метода: Одинцова, 2001).

Взаимодействие МК с фагоцитами Ф1 или Ф2 исследовали в два этапа (рис. 1). Эксперимент проводили в трех повторностях; всего было использовано 40 животных. Инкубацию осуществляли в круглодонных планшетах при температуре 22°С. На первом этапе (преинкубация) МК инкубировали в течение 24 ч. По окончании преинкубации суспензии МК центрифугировали при 300 g в течение 15 мин при 5°С и получали супернатанты (сМК). На втором этапе (инкубация) полученные супернатанты добавляли к свежевыделенным суспензиям фагоцитов Ф1 или Ф2 (1 млн клеток/1 мл) в соотношении 1 : 1 по объему. Контролем являлись Ф1 и Ф2, к которым добавляли ФСБН. Инкубацию проводили в течение 24 ч. Определяли экспрессию поверхностных рецепторов клеток к лектинам, долю апоптотических клеток по окраске ядер Hoechst 33342 и концентрацию ИЛ-1α-ПВ.

Рис. 1.

Схема эксперимента. МК – морулярные клетки, сМК – супернатант МК; Ф1, Ф2 – фагоциты.

Для определения экспрессии поверхностных рецепторов клеток к лектинам часть суспензии центрифугировали при 300 g в течение 15 мин при температуре 5°С; осадок фиксировали 4% раствором глутаральдегида (McKenzie, Preston, 1992). В работе использовали растительные лектины, конъюгированные с флюоросцеином изотиоцианатом (FITC), конканавалин А (коммерческий маннозоспецифичный лектин, Кон А) (ICN, США), лектины из арахиса Arachis hypogaea (галактозосвязывающий лектин) (ICN, США) и сои Glycine max (лектин, связывающий N-гликозидные цепи) (ICN, США), а также ядерный краситель DAPI (Sigma, США). Клетки в окрашенных мазках (не менее 150 в образце) подсчитывали под микроскопом Leica DM4500 P (Германия) при увеличении ×200. Об уровне экспрессии судили по процентному содержанию ярко-зеленых флюоресцирующих клеток. Долю ядер клеток, окрашенных DAPI, оценивали по процентному содержанию ярко-голубых флюоресцирующих клеток.

Для определения апоптоза часть суспензии центрифугировали при 300 g в течение 15 мин при 5°С; осадок фиксировали 4% раствором формалина. Затем материал отмывали ФСБН от фиксатора и окрашивали Hoechst 33342 (ICN, США) (Pollack, Ciancio, 1990). Клетки в окрашенных мазках (не менее 150 в образце) подсчитывали под микроскопом Leica DM4500 P при увеличении ×200. Об уровне апоптоза судили по процентному содержанию ярко-голубых флюоресцирующих клеток.

Для определения концентрации ИЛ-1α-ПВ клетки разбивали ультразвуком (УЗДН-1, Россия) 22 кГц 100 с (5 раз по 20 с). Для получения безъядерного супернатанта образцы центрифугировали при 1000 g в течение 6 мин. В безъядерных супернатантах определяли концентрацию ИЛ-1α-ПВ, используя наборы для иммуноферментного анализа содержания интерлейкина-1α (“Цитокин”, Санкт-Петербург). Концентрацию белка в пробах определяли с помощью окраски Кумасси-G250 (Bradford, 1976).

Полученные данные (среднее значение ± средняя ошибка измерений) анализировали с использованием непарного t-теста (программное обеспечение INSTAT-3, GraphPad Software). Разницу между группами считали достоверной при p < 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Проведенное исследование показало, что лектины, обладающие способностью специфически связываться с терминальными углеводами β-D-галактозой (лектин из Arachis hypogaea) и N-ацетил-D-галактозамином (лектин из Glycine max), связывались с контрольными фагоцитами Ф1 в значительно меньшей степени, чем Кон А, имеющий специфичность к α-D-маннозе (рис. 2, 3).

Рис. 2.

Связывание растительных лектинов из Arachis hypogaea (а–в), Glycine max (г–е) и конканавалина А (ж–и) с поверхностными рецепторами фагоцитов Ф1 через 24 ч инкубации. а, г, ж – световая микроскопия; б, д, з – окрашивание клеток растительными лектинами, конъюгированными с FITC (зеленая флуоресценция); в, е, и – ядра клеток окрашены красителем DAPI (синяя флуоресценция).

Рис. 3.

Связывание растительных лектинов из Arachis hypogaea (а), Glycine max (б) и конканавалина А (в) с поверхностными рецепторами фагоцитов Ф1 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.001 по сравнению с контролем.

Инкубация Ф1 с сМК приводила к подавлению связывания с поверхностными рецепторами лектина, специфичного к β-D-галактозе (лектин из A. hypogaea), на 29% (рис. 3а) и к увеличению связывания лектина из G. max, специфичного к N-ацетил-D-галактозамину, в 1.6 раза (рис. 3б) по сравнению с контролями (p < 0.001). Однако сМК не влиял на связывание Кон А в Ф1 (рис. 3в). Контрольные Ф1 через 24 ч инкубации имели высокий уровень апоптоза (рис. 4). Окрашивание Hoechst 33342 показало, что доля Ф1 с признаками апоптоза составляла 25.4 ± 1.2% (рис. 5). При этом воздействие сМК снижало уровень апоптоза в Ф1 по сравнению с таковым в контроле. Доля окрашенных Hoechst 33342 ядер Ф1 составляла 20.5 ± 0.9% (p < 0.001) (рис. 5).

Рис. 4.

Иммуноцитохимическое окрашивание Hoechst 33342 ядер фагоцитов Ф1 через 24 ч инкубации. а – световая микроскопия; б – ядра клеток окрашены Hoechst 33342 (синяя флуоресценция).

Рис. 5.

Доля окрашенных Hoechst 33342 ядер фагоцитов Ф1 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.001 по сравнению с контролем.

Исследование цитокинзависимых механизмов индукции апоптоза показало, что в контрольных Ф1 через 24 ч инкубации концентрация ИЛ-1α-ПВ составляла 194.8 ± 4.7 пг/мг белка. При добавлении сМК к Ф1 через 24 ч инкубации концентрация ИЛ-1α-ПВ в Ф1 снижалась в 2.8 раза по сравнению с таковой в контроле (рис. 6).

Рис. 6.

Концентрация интерлейкин-1α-подобных веществ (ИЛ-1α-ПВ) в фагоцитах Ф1 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.001 по сравнению с контролем.

В контрольных фагоцитах Ф2 через 24 ч инкубации уровень связывания лектина из A. hypogaea c поверхностными рецепторами значительно превышал уровень связывания лектина с рецепторами Ф1 (рис. 7а–в; рис. 8а). Однако уровень связывания Кон А с поверхностными рецепторами Ф2 был ниже, чем с рецепторами Ф1 (рис. 7ж–7и; рис. 8в). Супернатант МК не оказывал значительного влияния на связывание лектинов из A. hypogaea (рис. 8а) и G. max (рис. 8б), однако снижал связывание Кон А, имеющего специфичность к α-D-маннозе, на 34% по сравнению с контролем (p < 0.001) (рис. 8в).

Рис. 7.

Связывание растительных лектинов из Arachis hypogaea (а–в), Glycine max (г–е) и конканавалина А (ж–и) с поверхностными рецепторами фагоцитов Ф2 через 24 ч инкубации. а, г, ж – световая микроскопия; б, д, з – окрашивание клеток растительными лектинами, конъюгированными с FITC (зеленая флуоресценция); в, е, и – ядра клеток окрашены красителем DAPI (синяя флуоресценция).

Рис. 8.

Связывание растительных лектинов из Arachis hypogaea (а), Glycine max (б) и конканавалина А (в) с поверхностными рецепторами фагоцитов Ф2 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.001 по сравнению с контролем.

Уровень апоптоза в контрольных фагоцитах Ф2 был ниже, чем в Ф1 (рис. 9, 10). Изменение уровня связывания лектинов с Ф2 при воздействии сМК происходило на фоне стимуляции апоптоза. По данным окрашивания клеток Hoechst 33 342, доля апоптотических фагоцитов Ф2 при воздействии сМК увеличилась в 2.5 раза по сравнению с контролем (p < 0.001) (рис. 10). В контрольных Ф2 через 24 ч инкубации концентрация ИЛ-1α-ПВ была значительно выше, чем в Ф1 (рис. 11). При добавлении сМК к Ф2 через 24 ч инкубации концентрация ИЛ-1α-ПВ в Ф2 увеличилась в 2.1 раза по сравнению с таковой в контроле (p < 0.05) (рис. 11).

Рис. 9.

Иммуноцитохимическое окрашивание Hoechst 33342 ядер фагоцитов Ф2 через 24 ч инкубации. а – световая микроскопия; б – ядра клеток окрашены Hoechst 33342 (синяя флуоресценция).

Рис. 10.

Доля окрашенных Hoechst 33342 ядер фагоцитов Ф2 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.001 по сравнению с контролем.

Рис. 11.

Концентрация интерлейкин-1α-подобных веществ (ИЛ-1α-ПВ) в фагоцитах Ф2 через 24 ч инкубации с супернатантом морулярных клеток (сМК); *p < 0.05 по сравнению с контролем.

ОБСУЖДЕНИЕ

Растительные лектины с различной углеводной специфичностью часто используются в исследованиях функциональной активности иммунных клеток как позвоночных, так и беспозвоночных животных (Сухачев и др., 2009; Павловская, Гагарина, 2017). Известно, например, что у позвоночных Кон А в основном связывается с клетками, находящимися в состоянии апоптоза (Seco-Rovira et al., 2013).

Проведенное нами исследование показало, что лектины, имеющие специфичность к β-D-галактозе и N-ацетил-D-галактозамину, связывались с Ф1 в значительно меньшей степени, чем лектин, имеющий специфичность к α-D-маннозе. Сходные данные были получены на моллюсках Mytilus edulis, Cerastoderma edule и Ensis siliqua (Wootton et al., 2003; Сухачев и др., 2009). Так, Кон А взаимодействует со многими типами целомоцитов моллюсков, в то время как лектины арахиса связываются только с некоторыми типами клеток. При изучении углеводной специфичности гуморальных факторов гемолимфы мидии M. edulis было также показано, что титр гемагглютининов достоверно возрастал лишь в случае обработки клеток лектинами, специфичными к α-D-маннозе (Кон А), а при взаимодействии клеток с лектинами из арахиса, специфичными к β-D-галактозе, увеличение было незначительным (Сухачев и др., 2009).

На втором месте после растений по содержанию лектинов находятся морские животные (угорь, моллюски, палтус, камбала) (Павловская, Гагарина, 2017). Так, из мидии Crenomytilus grayanus и асцидии Lissoclinum patella были выделены лектины, имеющие специфичность к галактозе и N-ацетил-D-галактозамину (Belogortseva et al., 1998; Molchanova et al., 2005). Принимая во внимание, что в нашем эксперименте инкубация Ф1 с сМК приводила к подавлению связывания с поверхностными рецепторами лектина из A. hypogaea, специфичного к β-D-галактозе, и к увеличению связывания лектина из G. max, специфичного к N-ацетил-D-галактозамину, можно предположить, что влияние сМК на Ф1 осуществляется через рецепторы с углеводными остатками N-ацетил-D-галактозамина и β-D-галактозы. Кроме этого наши результаты, как и данные литературы, позволяют высказать предположение о том, что и у голотурии E. fraudatrix имеются лектины со специфичностью к N-ацетил-D-галактозамину и β-D-галактозе.

Полученные данные по антиапоптотическому воздействию сМК на Ф1 показывают, что влияние на апоптоз, по-видимому, осуществляется лектинами со специфичностью к N-ацетил-D-галактозамину подобно лектину из G. max, а также к β-D-галактозе подобно лектину из A. hypogaea. Отсутствие изменений в связывании Кон А фагоцитами первого типа при воздействии морулярных клеток, вероятно, определяется высоким уровнем апоптоза в контрольных Ф1 и максимальной экспрессией рецепторов.

Исследование цитокинзависимых механизмов модуляции апоптоза показало, что снижение апоптоза в Ф1 при воздействии сМК сопровождалось ингибированием в фагоцитах уровня проапоптотических продуктов (ингибирование концентрации ИЛ-1α-ПВ). Известно, что у позвоночных животных при увеличении концентрации ИЛ-1α повышается уровень апоптоза (Чечина и др., 2009). Многие лектины при иммунном ответе вызывают повышение синтеза провоспалительных цитокинов, что может быть связано с изменением их внутриклеточного синтеза или с ускоренным высвобождением. Однако лишь некоторые лектины способны снижать сверхсупрессию цитокинов (Черников и др., 2007). К таким лектинам относится GalNAc/Gal – специфичный лектин из мидии C. grayanus. Можно предположить, что и в данной работе снижение уровня ИЛ-1α-ПВ в Ф1 при воздействии сМК связано с лектинами, специфичными к N-ацетил-D-галактозамину подобно лектину из G. max и к β-D-галактозе подобно лектину из A. hypogaea. Морулярные клетки являются основным продуцентом ИЛ-1α-ПВ среди целомоцитов асцидий (Ballarin et al., 2001). Сопоставление снижения концентрации ИЛ-1α-ПВ в Ф1 через 24 ч инкубации с сМК с изменением уровня апоптоза (рис. 5) указывает на то, что ИЛ-1α-ПВ голотурий, по-видимому, являются антиапоптотическими медиаторами при взаимодействии МК и Ф1, как и ИЛ-1α позвоночных (McAllister et al., 2012).

Показано, что снижение связывания Кон А с поверхностными рецепторами Ф2 при воздействии сМК, по-видимому, происходит за счет присутствия эндогенных маннан-связывающих лектинов из МК, которые блокируют связывание FITC-меченного Кон А с Ф2. Известно, что в целомической жидкости иглокожих содержатся маннан-связывающие лектины. Они взаимодействуют с маннанами – углеводными структурами, представляющими собой разветвленные олиго- и полисахариды, построенные из остатков маннозы. Эти лектины синтезируются морулоподобными клетками голотурий (Петрова и др., 2009).

Изменения в уровне связывания лектинов с Ф2 при воздействии сМК, происходящие на фоне стимуляции апоптоза, указывают на то, что гуморальная регуляция Ф2 морулярными клетками осуществляется при участии лектинов, имеющих специфичность к α-D-маннозе. Опубликованные данные также свидетельствуют о ведущей роли лектинов, в частности имеющих специфичность к α-D-маннозе, в стимуляции апоптоза иммунных клеток голотурии E. fraudatrix (Долматова и др., 2006), позвоночных животных (Долматова и др., 2010; Seco-Rovira et al., 2013), а также опухолевых клеток (Liu et al., 2009). Исследование уровня цитокиноподобных веществ в фагоцитах показало, что концентрация ИЛ-1α-ПВ в фагоцитах Ф2 была значительно выше, чем в Ф1. Различие в уровне ИЛ-1α-ПВ у фагоцитов двух типов позволяет говорить о функциональных различиях Ф1 и Ф2 и свидетельствует о разной роли данных фагоцитов в иммунном ответе. Увеличение концентрации ИЛ-1α-ПВ в Ф2 при воздействии сМК указывает на то, что стимуляция апоптоза в Ф2 лектинами, имеющими специфичность к α-D-маннозе, происходила благодаря влиянию на продукцию ИЛ-1α-ПВ.

Известно, что макрофаги позвоночных обладают высокой пластичностью. Следствие этого – присутствие не только агрессивных клеток (М1), встающих на защиту организма-хозяина, но и клеток с полярной функцией (М2), отвечающих за процессы восстановления поврежденных тканей (Shapouri-Moghaddam et al., 2018). Полученные нами данные о противоположном влиянии МК на уровень апоптоза, концентрацию цитокинподобных веществ и экспрессию поверхностных рецепторов к лектинам в фагоцитах двух типов указывают на функциональные различия Ф1 и Ф2, что предполагает эволюционную древность феномена дифференцированного иммунного ответа макрофагов.

Таким образом, показано, что секреторные продукты морулоподобных клеток влияют на уровень апоптоза, концентрацию цитокиноподобных веществ и экспрессию поверхностных рецепторов в двух типах фагоцитов голотурии Eupentacta fraudatrix противоположным образом. При этом изменение уровня апоптоза в Ф1 и Ф2 (снижение в Ф1 и увеличение в Ф2) зависит от экспрессии разных рецепторов. В Ф1 задействованы рецепторы с углеводными остатками N-ацетил-D-галактозамина (подобно лектину из сои G. max) и β-D-галактозы (подобно лектину из арахиса A. hypogaea), а в Ф2 – α-D-маннозы (подобно коммерческому маннозоспецифичному лектину Кон А). Полученные данные свидетельствуют в пользу представлений о разной роли Ф1 и Ф2 в иммунном ответе. Кроме этого различие в уровне связывания лектинов с поверхностными рецепторами Ф1 и Ф2 указывает на различие в их рецепторном аппарате и на возможность использования определения связывания лектинов с клетками для фенотипирования данных иммуноцитов.

Список литературы

  1. Беседнова Н.Н. Морские гидробионты – потенциальные источники лекарств // Здоровье. Мед. экология. Наука. 2014. № 3 (57). С. 4–10.

  2. Долматова Л.С., Елисейкина М.Г., Ромашина В.В. Антиоксидантная ферментативная активность целомоцитов дальневосточной голотурии Eupentacta fraudatrix // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 2004. Т. 40. № 2. С. 104–111.

  3. Долматова Л.С., Заика О.А., Недашковская Е.П. и др. Исследование механизмов апоптозмодулирующего влияния термостабильного токсина Yersinia pseudotuberculosis и корригирующего действия экстракта из дальневосточных видов голотурий на нейтрофилы крыс in vitro // Тихоокеан. мед. журн. 2010. № 3. С. 76–80.

  4. Долматова Л.С., Шиткова О.А., Долматов И.Ю. и др. Термостабильный летальный токсин Yersinia pseudotuberculosis индуцирует апоптоз и ингибирует экспрессию поверхностных рецепторов к лектинам в иммуноцитах голотурии Eupentacta fraudatrix // Журн. микробиологии. 2006. № 3. Приложение. С. 23–28.

  5. Долматова Л.С., Уланова О.А. Изменения антиоксидантной ферментативной активности фагоцитов и морулярных клеток голотурии Eupentacta fraudatrix при взаимодействии клеток и их модуляция дексаметазоном // Фундам. исследования. 2014. № 5(2). С. 276–282.

  6. Долматова Л.С., Уланова О.А., Бынина М.П., Тимченко Н.Ф. Термостабильный токсин Yersinia pseudotuberculosis вызывает разнонаправленные изменения уровней маркеров функциональной активности двух типов фагоцитов у голотурии Eupentacta fraudatrix // Здоровье. Мед. экология. Наука. 2017. Т. 70. № 3. С. 108–111.

  7. Запорожец Т.С., Иванушко Л.А., Звягинцева Т.Н. и др. Цитокининдуцирующая активность биополимеров морских гидробионтов // Мед. иммунология. 2004. Т. 6. № 1/2. С. 89–96.

  8. Кудрявцев И.В., Дьячков И.С., Казаков А.А. и др. Клеточные реакции врожденного иммунитета морской звезды Asterias rubens // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 2005. Т. 41. № 2. С. 107–113.

  9. Одинцова Н.А. Основы культивирования клеток морских беспозвоночных. Владивосток: Дальнаука. 2001. 162 с.

  10. Павловская Н.Е., Гагарина И.Н. Функциональная роль лектинов растений как предпосылка для их применения в биотехнологии // Химия раст. сырья. 2017. № 1. С. 21–35.

  11. Петрова И.Ю., Булгаков А.А., Назаренко Е.Л. и др. Маннан-связывающие лектины в целомической жидкости у представителей разных видов дальневосточных иглокожих // Биол. моря. 2009. Т. 35. № 2. С. 147–152.

  12. Рапопорт Е.М., Почечуева Т.В., Курмышкина О.В. и др. Твердофазные системы для исследования углеводной специфичности галектинов // Биохимия. 2010. Т. 75. № 3. С. 380–390.

  13. Сухачев А.Н., Кудрявцев И.В., Николаев К.Е. и др. Влияние лектинов различной углеводной специфичности на гемолитическую активность гемоцитов мидии Mytilus edulis // Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов Европейского Севера: Материалы XXVIII Международ. конф. 5–8 октября 2009 г. Петрозаводск: КарНЦ РАН. 2009. С. 538–542.

  14. Черников О.В., Чикаловец И.В., Молчанова В.И., Лукьянов П.А. Биологическая активность лектинов морских гидробионтов // Вестн. ДВО РАН. 2007. № 6. С. 131–135.

  15. Чечина О.Е., Биктасова А.К., Сазонова Е.В. и др. Роль цитокинов в редокс-зависимой регуляции апоптоза // Бюл. сиб. медицины. 2009. № 2. С. 67–72.

  16. Ballarin L., Franchini A., Ottaviani E., Sabbadin A. Morula cells as the major immunomodulatory hemocytes in ascidians: evidences from the colonial species Botryllus schlosseri // Biol. Bull. 2001. V. 201. P. 59–64.

  17. Belogortseva N.I., Molchanova V.I., Kurika A.V. et al. Isolation and characterization of new GalNAc/Gal-specific lectin from the sea mussel Crenomytilus grayanus // Comp. Biochem. Physiol., Part C: Pharmacol. Toxicol. Endocrinol. 1998. V. 119. № 1. P. 45–50.

  18. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248–254.

  19. Chia F., Xing J. Echinoderm coelomocytes // Zool. Stud. 1996. V. 35. № 4. P. 231–254.

  20. Liu B., Min M.W., Bao J.K. Induction of apoptosis by Concanavalin A and its molecular mechanism in cancer cells // Autophagy. 2009. V. 5. P. 432–433.

  21. McAllister C.S., Lakhdari O., Pineton de Chambrun G. et al. TLR3, TRIF, and caspase 8 determine double-stranded RNA-induced epithelial cell death and survival in vivo // J. Immunol. 2012. V. 190. P. 418–427.

  22. McKenzie A.N., Preston T.M. Functional studies on Calliphora vomitoria haemocyte subpopulations defined by lectin staining and density centrifugation // Dev. Comp. Immunol. 1992. V. 16. P. 19–30.

  23. Molchanova V., Chikalovets I., Li W. et al. New GlcNAc/GalNAc-specific lectin from the ascidian Didemnum ternatanum // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1723. P. 82–90.

  24. Pollack A., Ciancio G. Cell cycle phase-specific analysis of cell viability using Hoechst 33342 and propidium iodide after ethanol preservation // Methods Cell Biol. 1990. V. 33. P. 19–24.

  25. Seco-Rovira V., Beltrán-Frutos E., Ferrer C. et al. Lectin histochemistry as a tool to identify apoptotic cells in the seminiferous epithelium of Syrian hamster (Mesocricetus auratus) subjected to short photoperiod // Reprod. Domest. Anim. 2013. V. 48. № 6. P. 974–983.

  26. Shapouri-Moghaddam A., Mohammadian S., Vazini H. et al. Macrophage plasticity, polarization, and function in health and disease // J. Cell Physiol. 2018. V. 233. P. 6425–6440.

  27. Wootton E.C., Dyrynda E.A., Ratcliffe N.A. Bivalve immunity: comparisons between the marine mussel (Mytilus edulis), the edible cockle (Cerastoderma edule) and the razor-shell (Ensis siliqua) // Fish Shellfish Immunol. 2003. V. 15. P. 195–210.

  28. Zaika O.A., Dolmatova L.S. Cooperative apoptosis of coelomocytes of the holothurian Eupentacta fraudatrix and its modulation by dexamethasone // Adv. Biosci. Biotechnol. 2013. V. 4. P. 908–917.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биология моря

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал