Ботанический журнал, 2022, T. 107, № 8, стр. 766-780

Злаки с половым способом семенной репродукции

Облигатно половой способ семенной репродукции констатировали при отсутствии эмбриологических признаков апомиксиса (Khokhlov et al., 1978; Yudakova, Shishkinskaya, 2008) и наличии эмбриологических доказательств осуществления мейоза и двойного оплодотворения. По результатам анализа к облигатным амфимиктам отнесен 51 (71.8%) из 71 вида (табл. 1).

У растений половых видов эмбриологические процессы в женской генеративной сфере осуществлялись типично для злаков (Batygina, 1987, 1997; Yudakova, Shishkinskaya, 2008). В субэпидермальном слое нуцеллуса семязачатка закладывалась единственная археспориальная клетка. Пройдя период роста, она становилась материнской клеткой мегаспор, которая в результате мейоза давала начало тетраде мегаспор с линейным расположением клеток (рис. 1, 1–3). Из халазальной мегаспоры в результате трех последовательных митозов формировался биполярный, восьмиядерный, семиклеточный зародышевый мешок Polygonum-типа (рис. 1, 4; 2, 1). Зрелые мегагаметофиты разных видов различались своими размерами и морфологией антиподального комплекса (рис. 1, 5, 6). Количество антипод варьировало от 3 (например, у Melica nutans и Poa annua) до 10 и более (Agropyron desertorum, Elymus caninus). Исключение составил Melica altissima, у которого обнаружена нехарактерная для злаков ранняя дегенерация антипод, вследствие чего зрелые мегагаметофиты имели четырехклеточное пятиядерное строение (рис. 2, 2, 3). У исследованных половых видов злаков после двойного оплодотворения развивался зародыш (по Graminad-типу эмбриогенеза) и нуклеарный эндосперм, приобретающий к стадии глобулярного зародыша клеточное строение (рис. 1, 7–9). Аномалий мегагаметофитогенеза, эмбрио- и эндоспермогенеза не зарегистрировано.

Рис. 1.

Половые злаки:

1 – тетрада мегаспор (Thinopyrum intermedium), 2, 3 – функциональная халазальная мегаспора и три дегенерирующие микропилярные мегаспоры (Poa annua), 4 – сформированный зародышевый мешок (Poa annua), 5 – зрелый зародышевый мешок (Elymus caninus), 6 – зародышевый мешок на стадии двойного оплодотворения (Thinopyrum intermedium), 7 – зародышевый мешкок с зиготой и ядром первичной клетки эндосперма на стадии телофазы митоза (Poa annua), 8 – проэмбрио и ядерный эндосперм (Poa annua), 9 – глобулярный зародыш и клеточный эндосперм (Setaria verticillata). ant – антиподы, c e – клеточный эндосперм, d ms – дегенерирующие мегаспоры, eg – яйцеклетка, g e – глобулярный зародыш, h ms – халазальная мегаспора, e n – ядра эндосперма, p n – полярные ядра, pr – проэмбрио, sp – спермий, t ms – тетрада мегаспор, zg – зигота. Масштабная линейка – 30 мкм.

Fig. 1. Sexual grasses:

1 – tetrad of megaspores (Thinopyrum intermedium), 2, 3 – functional chalazal megaspore and three degenerating micropylar megaspores (Poa annua), 4 – immature embryo sac (Poa annua), 5 – mature embryo sac (Elymus caninus), 6 – embryo sac at the stage of double fertilization (Thinopyrum intermedium), 7 – embryo sac with zygote and primary cell of endosperm at the telophase of mitosis (Poa annua), 8 – proembryo and nuclear endosperm (Poa annua), 9 – globular embryo and cellular endosperm (Setaria verticillata). ant – antipodes, c e – cellular endosperm, d ms – degenerating megaspores, eg – egg cell, g e – globular embryo, h ms – chalazal megaspore, e n – endosperm nuclei, p n – polar nuclei, pr – proembryo, sp – sperm cell, t ms – tetrad of megaspores, zg – zygote. Scale bar – 30 µm.

Рис. 2.

Дегенерация антипод в зародышевом мешке Melica altissima в процессе его созревания:

1 – сформированный зародышевый мешок, 2, 3 – зрелый зародышевый мешок с дегенерирующими антиподами. ant – антиподы, d ant – дегенерирующие антиподы, eg – яйцеклетка,  p n – полярные ядра; s – синергиды. Масштабная линейка – 20 мкм.

Fig. 2. Degeneration of antipodes in the Melica altissima embryo sac during its maturation:

1 – formed embryo sac, 2, 3 – mature embryo sac with degenerating antipodes. ant – antipodes, d ant – degenerating antipodes, eg – egg cell, p n – polar nuclei, s – synergids. Scale bar – 20 µm.

Злаки с эмбриологическими признаками апомиксиса

Апомиктичный способ семенной репродукции констатировали при наличии у изученных растений эмбриологических признаков апомиксиса (Khokhlov et al., 1978; Yudakova, Shishkinskaya, 2008), таких как:

1) присутствие в нуцеллусе рядом с диадами или тетрадами мегаспор апоспорических инициальных клеток или зародышевых мешков (признак апоспории);

2) наличие у видов с одноклеточным археспорием в одном семязачатке нескольких зародышевых мешков на одной или на разных стадиях развития (признак апоспории);

3) развитие зародышевого мешка из халазальной клетки диады мегаспор (признак диплоспории);

4) присутствие в неоплодотворенном зародышевом мешке проэмбрио при интактных полярных ядрах (признак псевдогамии);

5) деление ядер эндосперма в зародышевом мешке без следов проникновения в него пыльцевой трубки (признак автономного апомиксиса).

Перечисленные признаки апомиксиса зарегистрированы у 20 (28.2%) из 71 вида, относящихся к 8 родам (табл. 1). В семязачатках растений Agrostis gigantea, A. stolonifera, Lolium gigantea и Poa nemoralis обнаружены функциональные мегаспоры, дву- и четырехъядерные зародышевые мешки, над которыми располагались остатки одной дегенерирующей клетки (рис. 3, 1–3). Сформированные мегагаметофиты были восьмиядерными семиклеточными (рис. 3, 4). Такие эмбриологические особенности характерны для диплоспории Taraxacum-типа (Nogler, 1984; Asker, Jerling, 1992; Shishkinskaya, Yudakova, 2000), при которой в результате модификации мейоза вместо тетрады гаплоидных мегаспор образуется диада клеток с нередуцированным числом хромосом, халазальная клетка диады претерпевает три митоза и дает начало биполярному, восьмиядерному, семиклеточному зародышевому мешку.

Рис. 3.

Злаки с эмбриологическими признаками диплоспории:

1 – диада с развивающейся халазальной и дегенерирующей микропилярной клетками (Lolium giganteum), 2, 3 – двуядерный диплоспорический зародышевый мешок и остатки дегенерирующей микропилярной клетки диады (Agrostis gigantea, L. giganteum), 4 – сформированный диплоспорический зародышевый мешок и остатки дегенерировавшей микропилярной клетки диады (A. stolonifera), 5 – зрелый зародышевый мешок с проэмбрио и полярными ядрами (A. gigantea), 6 – зародышевый мешок с проэмбрио и ядрами эндосперма (A. gigantea). ant – антиподы; d c d – дегенерирующая клетка диады, eg – яйцеклетка, e s – зародышевый мешок, h c d – халазальная клетка диады, e n – ядра эндосперма, p n – полярные ядра, pr – проэмбрио. Масштабная линейка – 30 мкм.

Fig. 3. Grasses with embryological signs of diplospory:

1 – dyad with developing chalazal cell and degenerating micropylar one (Lolium giganteum), 2, 3 – binuclear diplosporic embryo sac and remnants of degenerating micropylar cell of dyad (Agrostis gigantea, L. giganteum), 4 – immature diplosporic embryo sac and remnants of degenerated micropylar cell of dyad (A. stolonifera), 5 – mature embryo sac with proembryo and polar nuclei (A. gigantea), 6 – embryo sac with proembryo and endosperm nuclei (A. gigantea). ant – antipodes; d c d – degenerating cell of dyad, eg – egg cell, e s – embryo sac, h c d – chalazal cell of the dyad, e n – endosperm nuclei, p n – polar nuclei, pr – proembryo. Scale bar – 30 µm.

У изученных растений Anthoxanthum repens, A. nitens, Bromus inermis, Dactylis glomerata, Festuca altissima, F. beckeri, F. rubra, F. rupicola, F. valesiaca, Koeleria glauca, K. piramidata, Lolium pratense, Poa angustifolium, P. bulbosa, P. compressa, P. pratensis обнаружены признаки апоспории: атипичные клетки нуцеллуса, морфология которых соответствовала инициальным клеткам апоспорических зародышевых мешков (рис. 4, 1, 2), апоспорические зародышевые мешки, расположенные рядом с тетрадой мегаспор (рис. 4, 3) и развитие в одном семязачатке нескольких (чаще двух) мегагаметофитов (табл. 1, рис. 4, 4, 5). Зрелые мегагаметофиты были биполярными, содержали трехклеточный яйцевой аппарат, комплекс антипод и центральную клетку с двумя полярными ядрами. Выявленные особенности указывают на развитие нередуцированных зародышевых мешков из соматических клеток нуцеллуса посредством трех митотических делений, т.е. на апоспорию Hieracium-типа (Nogler, 1984; Asker, Jerling, 1992; Shishkinskaya, Yudakova, 2000).

Рис. 4.

Злаки с эмбриологическими признаками апоспории:

1, 2 – апоспорическая инициаль и тетрада мегaспор с функциональной халазальной и тремя дегенерирующими микропилярными клетками (Poa bulbosa, P. angustifiloia), 3 – двуядерный апоспорический зародышевый мешок и тетрада мегaспор (P. angustifiloia), 4, 5 – семязачатки с двумя зародышевыми мешками (P. angustifiloia, P. bulbosa), 6 – зрелый зародышевый мешок с партеногенетическим двуклеточным проэмбрио и неслившимися полярными ядрами, 7 – зародышевый мешок с проэмбрио, остатками пыльцевой трубки и первичным ядром эндосперма (P. angustifiloia), 8 – зародышевый мешок с проэмбрио, остатками пыльцевой трубки и первичной клеткой эндосперма на стадии телофазы митоза (P. angustifiloia), 9 – неоплодотворенный зародышевый мешок с яйцеклеткой, синергидами и первичной клеткой эндосперма на стадии анафазы митоза (Anthoxanthum repens). a e s – апоспорический зародышевый мешок, a i – апоспорическая инициаль, ant – антиподы; d ms – дегенерирующие мегаспоры, eg – яйцеклетка, h ms – халазальная мегаспора, e n – ядра эндосперма, p n – полярные ядра, pr – проэмбрио, p t – остатки пыльцевой трубки, p e n – первичное ядро эндосперма. Масштабная линейка – 30 мкм.

Fig. 4. Grasses with embryological signs of apospory:

1, 2 – aposporic initial and tetrad of megaspores with functional chalazal cell and three degenerating micropilar ones (Poa bulbosa, P. angustifiloia), 3 – binuclear aposporic embryo sac and tetrad of megaspores (P. angustifiloia), 4, 5 – ovules with two embryo sacs (P. angustifiloia, P. bulbosa), 6 – mature embryo sac with parthenogenetic bicellular proembryo and unfused polar nuclei, 7 – fertilized embryo sac with proembryo, pollen tube remnants and primary endosperm nucleus (P. angustifiloia), 8 – embryo sac with proembryo, pollen tube remnants and primary endosperm cell at the telophase of mitosis (P. angustifiloia), 9 – unfertilized embryo sac with an egg cell, synergids and primary endosperm cell at the anaphase of mitosis (Anthoxanthum repens). a e s – aposporic embryo sac, a i – aposporic initial, ant – antipodes; d ms – degenerating megaspores, eg – egg cell, h ms – chalazal megaspore, e n – endosperm nuclei; p n – polar nuclei, pr – proembryo, p t – pollen tube remnants, p e n – primary endosperm nucleus. Scale bar – 30 µm.

Большинство видов с эмбриологическими признаками диплоспории и апоспории характеризовались псевдогамией, при которой сохраняется необходимость оплодотворения центральной клетки зародышевого мешка для образования эндосперма. Партеногенетическое развитие яйцеклетки, как правило, начинается в неоплодотворенных семязачатках (рис. 4, 5, 6), и к моменту проникновения в зародышевый мешок пыльцевой трубки в нем уже присутствует многоклеточный проэмбрио (рис. 4, 7). Наличие в неоплодотворенных зародышевых мешках многоклеточных проэмбрио при интактных полярных ядрах (табл. 1) и деление ядер эндосперма только в тех мегагаметофитах, которые содержали остатки пыльцевых трубок (рис. 4, 8), послужили основанием для констатации псевдогамии у Agrostis gigantea, A. stolonifera, Anthoxanthum repens, Bromus inermis, Dactylis glomerata, Koeleria glauca, K. piramidata, Poa angustifolium, P. bulbosa, P. compressa, P. pratensis.

У Anthoxanthum repens в нескольких зародышевых мешках без следов проникновения пыльцевой трубки присутствовали зиготоподобная яйцеклетка, интактные синергиды и ядерный эндосперм (рис. 4, 9), что может указывать на автономный апомиксис, т.е. возможность развития зародыша и эндосперма без оплодотворения.

У 5 видов Festuca были выявлены эмбриологические признаки апоспории, но убедительных эмбриологических доказательств псевдогамии или автономного развития эндосперма получить не удалось. Возможно, им свойственен редкий тип псевдогамии, когда партеногенетическое развитие яйцеклетки начинается одновременно или после начала развития зародыша (Nogler, 1984). Этот вопрос требует более детального исследования с использованием беспыльцевого режима и других методов.

Практически у всех видов с эмбриологическими признаками диплоспории и апоспории наряду с мегагаметофитами нормального строения (рис. 5, 1) были зарегистрированы зародышевые мешки атипичного строения: с тремя полярными ядрами (табл. 1, рис. 4, 4; 5, 2) и яйцеклеткоподобными синергидами (табл. 1, рис. 5, 2, 3). Такие гаметофитные аномалии являются неотъемлемым атрибутом апомиктичных форм, и факт их обнаружения может служить дополнительным косвенным подтверждением наличия апомиксиса у исследованных растений (Khokhlov et al., 1978; Yudakova, Shishkinskaya, 2008). У всех видов апомиксис носил факультативный характер, о чем свидетельствуют обнаруженные тетрады мегаспор (рис. 4, 1–3) и единичные зародышевые мешки на стадии двойного оплодотворения.

Рис. 5.

Зародышевые мешки Festuca rubra:

1 – нормального строения (приводится для сравнения), 2 – с двумя яйцеклеткоподобными клетками и тремя полярными ядрами; 3 – с двумя яйцеклеткоподобными клетками. ant – антиподы, eg – яйцеклетка, p n – полярные ядра, s – синергида. Масштабная линейка – 30 мкм.

Fig. 5. Festuca rubra embryo sacs:

1 – normal structure (given for comparison), 2 – with two egg-like cells and three polar nuclei, 3 – with two egg-like cells. ant – antipodes, eg – egg-like cell, p n – polar nuclei, s – synergid. Scale bar – 30 µm.

Растения разных популяций одного вида характеризовались сходными эмбриологическими особенностями даже в тех случаях, когда микроклиматические условия их произрастания различались. Например, признаки апоспории и псевдогамии были зарегистрированы у растений Poa bulbosa, собранных как в Крастокутском районе, расположенном в зоне сухих степей в южной части Левобережья, так и в Правобережных районах (Ртищевском и Хвалынском), расположенных в зоне лесостепей (табл. 1). Различия по частоте эмбриологических признаков апомиксиса у растений разных популяций одного вида, на наш взгляд, не являются отражением разной степени проявления у них апомиксиса. Скорее всего, они обусловлены тем, что фиксацию материала проводили однократно, и поэтому анализируемые растения могли находиться на разных стадиях генеративного развития.