Физиология растений, 2023, T. 70, № 2, стр. 160-170

ВВЕДЕНИЕ

Папоротники (монилофиты) и ликофиты составляют около 4% всех растений Земли. Среди папоротников представлены виды, обладающие экономической, лекарственной, пищевой и биотехнологической ценностью [1‒5]. Некоторые виды могут быть использованы в качестве биоиндикаторов радиационного загрязнения или для фиторемедиации, поскольку способны извлекать из почвы и накапливать в своих тканях вредные для окружающей среды вещества [6‒10]. Большое число видов папоротников находится под угрозой исчезновения из-за разрушения и загрязнения местообитания, бесконтрольного сбора, внедрения инвазивных видов и изменения климатических условий. Многие виды папоротников включены в национальные и региональные Красные книги [11, 12]. Получение таких меристемных структур как зеленые глобулярные тела (от англ. green globular body, GGB) для дальнейшего массового размножения спорофитов in vitro является перспективным и наиболее экономически выгодным для сохранения и воспроизводства хозяйственно-значимых, декоративных, редких или находящихся под угрозой исчезновения видов папоротников, а также для выведения их новых разновидностей [13, 14].

Цель обзора − обобщение информации о GGB как системе размножения папоротников в культуре in vitro.

ПОНЯТИЕ GGB И ЭТАПЫ ИХ РАЗВИТИЯ

Меристемные структуры, о которых пойдет речь, впервые были описаны в 1987 г. в публикации по микроразмножению папоротника Nephrolepis cordifolia (L.) C. Presl Higuchi с соавторами [13]. В этой системе размножения впервые применяли термин “green globular body” (GGB). Меристемные многоклеточные тела были использованы в качестве промежуточной стадии для размножения перед получением спорофитов, а органогенез GGB контролировался единственным регулятором роста – 6-бензиламинопурином (БАП). Позднее, в 1989 г. в статье Higuchi и Amaki был опубликован протокол по размножению in vitro папоротника Asplenium nidus L., для которого была использована та же система [15]. Учеными было отмечено несколько преимуществ использования GGB для размножения папоротников: возможность легко контролировать ход органогенеза во время этапов культивирования, просто добавляя или удаляя регулятор роста растений, а также высокие коэффициенты и скорость размножения [16‒18]. Последнее утверждение обусловлено тем, что материнские и дочерние GGB могли участвовать в одновременном формировании следующего вегетативного поколения [19].

По мнению Amaki и Higuchi, инициированная структура (GGB) функционально подобна протокорму орхидей [16], поскольку у обоих были мощные центры клеточного деления (клетки меристемы), которые регенерировали в придаточные побеги [15]. Однако протокормы представляют собой образующиеся спонтанно, свободно растущие многоклеточные комплексы, тогда как GGB не формируются на частях тканей экспланта до тех пор, пока не происходит инициация в культуре in vitro. Согласно другим исследователям, GGB имеют схожие с каллусом морфологические черты, так как функционально являются частью меристемы, в которой агрегированы зачатки побегов [20]. Тем не менее, формирование каллуса и регенерация побега – это две разные стадии в культуре тканей растений, образования одного каллуса недостаточно для регенерации побегов в отличие от GGB. Предполагают, что GGB представляют собой луковички, выводковые почки или меристематические узелки [19, 21‒23]. В публикации 2021 г. GGB назвали особым побегом ‒ пропагулой, инициируемой в системах культивирования растений in vitro [14]. Интересно, что GGB, происходящие от разных видов папоротников, проявляли отличительные особенности с точки зрения скорости роста, внешнего вида и размера [17, 19, 24]. Тем не менее, эти структуры окрашены в зеленый цвет из-за наличия хлорофилла в клетках и имели округлую форму, напоминающую стеклянные бусинки. При этом оттенки зеленого варьировали от коричнево- и желто-зеленого до ярко- и темно-зеленого [17, 22, 24, 25]. В процессе развития GGB были связаны с материнской меристемной тканью через корнеобразные структуры – бледно-коричневые ризоиды [14, 17, 24]. Иногда на поверхности некоторых культур GGB помимо этих ризоидов, можно было увидеть чешуйчатые или трихомоподобные структуры [14, 17, 21, 24, 25].

Однако исследователи детально не рассматривали цито- и гистологическое происхождение GGB. Наиболее общей чертой GGB является то, что они содержат области множественных клеточных делений во внутренних тканях и/или в эпидермальном слое самих GGB [13, 16], а также развивающиеся проводящие ткани внутри [14].

Этапы развития GGB можно наблюдать под бинокуляром. Процесс инициации начинается с формирования твердой массы зеленой меристемной ткани на экспланте. По одним данным она напрямую связана с основной системой сосудистых пучков эксплантов, однако эта связь исчезала после развития GGB [19]. По другим данным, между ними не было обнаружено соединяющей их проводящей ткани. Вместо этого связь между тканью и эксплантом обеспечивали клетки, которые выглядели инвазивными в тканях экспланта [14]. Следующий этап – это непосредственно пролиферация GGB. В это время одиночное тело едва различимо, оно не отделяется от зеленой массы, либо отделяется с трудом. Его верхняя часть имеет плоскую или куполообразную форму [25]. Тем не менее, возникшие множественные меристематические области отчетливо видны на поверхности или во внутренней части GGB. Впоследствии развившиеся GGB легко отделяются от основной массы и способны дифференцироваться в спорофиты [17, 26]. Это проявлялось в виде удлинения тела и появления выступа на поверхности GGB. Чем больше развивалось спорофитов, тем меньше площади поверхности GGB оставалось для мест активного деления и размножения клеток меристем. Как только масса GGB оказывалась полностью покрыта регенерированными спорофитами, одиночный GGB деформировался и прекращал дальнейшее размножение [17]. Процессы пролиферации и дифференциации чаще всего накладывались друг на друга, поскольку шли одновременно [14]. Есть мнение, что способность к самостоятельному формированию начальной многопобеговой меристемы GGB одинакова лишь на начальной стадии побегообразования in vitro, а впоследствии качественные и количественные показатели различаются при одинаковых условиях для разных видов [19].

Способ пролиферации GGB у разных видов папоротников может отличаться. Например, меристемы могут быть локализованы во внутренней части GGB, окружая центральную систему сосудистого пучка, при этом каждая меристема связана с сосудистой системой. С развитием меристематических тканей в GGB некоторые меристемы выходят на поверхность, и каждый выступ формирует новый GGB [13]. С другой стороны, клеточные деления могут активизироваться и на периферии GGB [13, 15]. При этом на поверхности GGB зарождаются многочисленные меристемы, некоторые из которых формируют новые GGB [15]. Иногда эти способы пролиферации могут сочетаться [14].

Отдельный GGB обладает двумя важными областями меристемы: апикальной меристемой в верхней части и корневой меристемой в нижней части. Во время стадии дифференциации апикальная меристема преобразуется в молодой побег, а корневая меристема дает начало корням или нескольким корнеобразным структурам, в результате чего один GGB всегда формирует один спорофит [24, 25]. Следует отметить, что в процессе регенерации спорофитов из GGB исследователями также было отмечено несколько примеров спонтанной апоспории с образованием гаметофитов, соответствующих гаметофитам, продуцируемым из спор [21, 25].

Все растения, полученные с помощью этой системы размножения in vitro, были фенотипически однородными и соответствовали фенотипу растений-доноров [15, 16, 21, 46]. Фенотипическую однородность проверяют путем сравнения морфологических признаков папоротников-доноров и папоротников, полученных в результате размножения in vitro через регенерацию GGB, акклиматизированных и выращенных в тепличных условиях. Принято считать, что регенерация через систему GGB в условиях in vitro является уникальной системой для размножения папоротников [13, 24]. Однако есть информация, что подобные GGB структуры наблюдали у трех видов цветковых растений [27‒29].

В качестве наглядного примера на рисунке 1 показаны группы GGB трех видов папоротников: Matteuccia struthiopteris (L.) Tod., Polystichum craspedosorum (Maxim.) Diels. и Aleuritopteris kuhnii (Milde) Ching, а также отдельные стадии формирования GGB и спорофитов на примере M. struthiopteris.

Рис. 1.

Размножение папоротников в культуре in vitro через регенерацию зеленых глобулярных тел (green globular bodies, GGB): а ‒ GGB Matteuccia struthiopteris; б ‒ GGB Polystichum craspedosorum; в ‒ GGB Aleuritopteris kuhnii; г ‒ начало развития GGB на экспланте M. struthiopteris. Стрелка указывает на формирующуюся меристему; д ‒ одиночный GGB M. struthiopteris; е, ж, з ‒ дифференциация GGB M. struthiopteris. Стрелками отмечены выступы на GGB; и ‒ спорофиты M. struthiopteris, развившиеся из GGB. а‒и: масштаб 1 мм.

ЭКСПЛАНТЫ ДЛЯ ПОЛУЧЕНИЯ GGB

На данный момент известно о 24 видах папоротников, принадлежащих к 11 семействам, размноженных через регенерацию GGB (табл. 1).

В качестве донора для получения GGB ряд авторов использовали спорофиты из природных популяций, коллекций ex situ и коммерческого ассортимента папоротников [15, 22, 30‒34]. В этом случае требовалась подготовка растительного материала: обрезка и предварительная его промывка, поскольку сопутствующее загрязнение и/или лишние ткани могли затруднить процесс обработки стерилизующими агентами для последующего введения в культуру in vitro. В случае использования спорофитов, полученных в асептических условиях от гаметофитов in vitro, этап с поверхностной стерилизацией тканей исключался [14, 15, 17, 19‒21, 24‒26, 35‒38].

Эксплантами для получения GGB могут служить различные части зрелых спорофитов: вайи, листочки с вай или их отдельные сегменты, верхушки и отводки укореняющихся побегов, сегменты черешка, сегменты корневища, придаточных корней и части их боковых побегов [13, 15, 16, 19, 20, 22, 23, 31‒34, 37, 39‒42]. Ряд авторов использовали в качестве эксплантов для получения GGB целые ювенильные, молодые спорофиты и их отдельные части [14, 21, 24‒26, 30, 35, 39, 41, 43]. Самую низкую способность к образованию GGB имели кончики корней ювенильного спорофита Polypodium cambricum: в основном на этом типе экспланта развивались гаметофиты [41].

Некоторые исследователи гомогенизировали ткани вайи или корневища для более активного образования GGB [40, 41]. Однако в этом случае имелся ряд недостатков: необходимо было учитывать размер эксплантов и выбирать относительно молодые растения-доноры. Тем не менее, гомогенизация оказалась эффективной в стимулировании размножения посредством GGB in vitro [19, 40, 41].

ИНИЦИАЦИЯ И ПРОЛИФЕРАЦИЯ GGB

Для поверхностной стерилизации эксплантов исследователи применяли различные стерилизующие агенты. Например, использование 70% этилового спирта с различным временем обработки было наиболее популярным [15, 31, 32, 42, 39 ]. В ряде работ использовали 1% гипохлорит кальция [13], 1% гипохлорит натрия [31, 42], 0.025% [22] и 0.1% HgCl₂ [30], стрептомицин [42]. Иногда использовали растворы коммерческих отбеливателей в различных концентрациях: 15% (5.25% гипохлорит натрия) [23], 10% [32], 1 : 20 (содержание хлора 0.26%) [39]. В некоторых случаях для лучшего смачивания поверхности эксплантов к стерилизующему агенту добавляли эмульгатор Твин-20 в концентрации 0.1% [13] или 0.05% [39].

Согласно имеющимся публикациям, во всех исследованиях для инициации и пролиферации GGB были использованы среды на основе МС-среды [44] (табл. S1 , Дополнительные материалы). Полутвердые среды с агаром поддерживали рост тканей лучше, чем жидкие среды при постоянном перемешивании, поэтому GGB на агаризованных средах росли быстрее и были более компактными, по сравнению с рыхлыми, отслоившимися GGB на жидких средах. Причиной снижения роста GGB при выращивании на качалках было механическое повреждение меристемы, инициированное на поверхности GGB, от прикосновения к культуральному сосуду [15, 22]. Наиболее используемые концентрации агара находились в пределах 0.65‒0.80%. Было установлено, что отсутствие сахарозы или ее избыточная концентрация снижали количественные показатели размножения GGB [15, 26, 37]. Стандартная концентрация сахарозы для инициации и пролиферации GGB составляла 1‒3%. Согласно большинству доступных исследований, максимальная продуктивность в регенерации GGB у разных видов была достигнута на МС-среде полного состава или ее половинной концентрации (1/2МС), а менее всего − на более разбавленных МС-средах (1/4МС и 1/8МС). Таким образом, уменьшение концентрации солей приводило к снижению способности к регенерации и роста GGB [14, 15].

Продуцирование GGB было одинаковым при освещении белым, синим или красным светом культуры папоротника Pteris aspericaulis var. tricolor [24].

Учитывая, что ткани GGB папоротника Platycerium bifurcatum и Athyrium niponicum при культивировании на среде с активированным углем начинали чернеть, использование такой добавки не рекомендовано [17, 37].

GGB способны формироваться и размножаться на средах с различными регуляторами роста. Так, упомянутыми регуляторами роста из группы цитокининов были БАП, кинетин (Кин), 2-изопентиладенин (2iP), тидиазурон (ТДЗ). Некоторые исследователи включали в состав культуральной среды сульфат аденина (Ас), который считается предшественником цитокининов и оказывает сходное с ними действие [42]. В качестве ауксинов в питательных средах использовали ИУК, НУК и индолилмасляную кислоту (ИМК). В одном из исследований в среду добавляли АБК, поскольку она тормозила ростовые реакции, которые вызывали регуляторы роста, что было полезным при криоконсервации [39].

Большинство исследователей использовали БАП (1‒2 мг/л) на стадиях инициации и пролиферации [14, 23, 31]. В отдельных случаях, добавление в среду БАП (0.5 мг/л) для культивирования сегментов GGB Pteris ensiformis “Victoriae” и БАП (1 мг/л) в сочетании с НУК (1 мг/л) для Adiantum raddianum “Fritz Luthi” также способствовало пролиферации GGB [16]. В исследованиях Li с соавт. [33, 38] среда для культивирования A. nidus была дополнена БАП (2 мг/л) и НУК (0.1 мг/л), а для Adiantum capillus-veneris − только БАП (2 мг/л), что оказывало положительный эффект на формирование GGB указанных видов. Любопытно, что при включении в среды БАП (1.2 мг/л или 2.3 мг/л) GGB P. bifurcatum имели небольшие различия в размерах: в последнем варианте GGB были более мелкими. Однако при использовании обеих концентраций размеры GGB были меньше, чем на среде без цитокинина. Несмотря на это, наличие БАП способствовало формированию бóльшого количества GGB, но их дальнейшая дифференциация была медленнее по сравнению с GGB на среде без цитокининов, из-за чего разделение GGB было затруднительно. Есть мнение, что различия в реакции на добавление БАП зависят от возраста и исходного размера экспланта [21]. В исследовании Liao и Wu увеличение концентрации цитокинина (БАП или 2iP) для P. bifurcatum показало постепенное снижение продуцирования GGB [17]. Однако добавление БАП на стадии инициации оказывало более сильный ингибирующий эффект на формирование GGB, чем применение 2iP. Это связано с тем, что 2iP − естественно продуцируемый регулятор роста в папоротниках [17]. В другом исследовании [24], с увеличением концентрации БАП или ТДЗ частота индукции GGB P. aspericaulis var. tricolor возрастала, а регенерация спорофитов ингибировалась. Добавление в питательные среды ТДЗ (1 мг/л) и ТДЗ (0.6 мг/л) было оптимальным для продуцирования GGB у Cibotium barometz [25] и у P. aspericaulis var. tricolor [24], соответственно. Интересно, что использование НУК (1.2 мг/л) без цитокининов, напротив, показало наилучший результат у P. bifurcatum. При этом одиночные GGB хорошо пролиферировали на среде с добавлением НУК (1.2 мг/л) и 2iP (0.5 мг/л). Они показали меньшее образование спорофитов, но более быстрое увеличение массы GGB в диаметре [17].

Индукция GGB также была отмечена на питательных средах без регуляторов роста [13, 15, 17, 20, 26, 32, 37, 41]. Считается, что потребность в экзогенных регуляторах роста зависит от уровня эндогенных гормонов в организме растений. Таким образом, образование GGB на эксплантах из ювенильных спорофитов при культивировании на питательной среде без регуляторов роста может быть результатом более высоких уровней эндогенных гормонов [21]. Ряд исследователей считают, что чередование сред положительно влияет на процессы культивирования [15, 16].

Такие показатели как температура, pH питательной среды и суточный ритм освещения в большинстве случаев были общими для всех стадий культивирования. Так, температурный режим варьировал в пределах от 21 до 25°C, а фотопериод составлял 16/8 ч. Питательные среды имели pH 5.0–5.8. Время до начала регенерации тканей в GGB по совокупной информации занимало от нескольких недель до нескольких месяцев.

КРИОКОНСЕРВАЦИЯ GGB

Долгосрочное сохранение генофонда папоротников методом криоконсервации клеточных культур in vitro рекомендовано для тех видов, споры которых трудно собрать или получить даже в небольших количествах [45]. Однако технология криоконсервации тканей спорофитов и гаметофитов изучена гораздо меньше, чем криоконсервации спор [2]. Опубликовано лишь несколько сообщений о криоконсервированных тканях спорофитов редких таксонов папоротников, поэтому это направление является перспективным и нуждается в дальнейших исследованиях. Известно, что длительное сохранение папоротников in vitro путем криоконсервации возможно с использованием GGB [2, 38, 39]. Например, GGB Asplenium scolopendrium var. americanum были успешно заморожены с применением метода инкапсуляции-дегидратации. Для этого использовали группы GGB размером 2‒3 мм. В результате исследователи выяснили, что ткани GGB сохранили жизнеспособность после криоконсервации. Важно отметить, что предварительное культивирование на среде, содержащей АБК, увеличивало выживаемость GGB [39]. В другом исследовании для заморозки GGB папоротника A. nidus исследователи использовали метод витрификации в каплях [38]. Для этого на этапе подготовки были отобраны GGB (длина 0.5‒1 мм), а также использованы суспензионные культуры клеток GGB. В течение 30–90 дней после оттаивания культуры GGB A. nidus эти структуры прошли различные стадии развития. Сначала они чернели из-за процессов окисления, а потом регенерировали новую каллусную ткань и формировали новые меристемы, из которых сформировались GGB, что в конечном итоге привело к дифференциации спорофитов. При этом продление периода культивирования привело к дальнейшему увеличению количества спорофитов. Суспензионные культуры клеток GGB также показали аналогичную способность к повторному росту.

ДИФФЕРЕНЦИАЦИЯ GGB

Практически во всех исследованиях указано, что GGB наилучшим образом развиваются в спорофиты при культивировании на среде, не содержащей регуляторов роста [13‒17, 19‒21, 24, 30, 34, 35, 37, 40‒42, 46, 47]. При этом дифференциация GGB могла быть неодновременной, как в случае с P. bifurcatum [21]. Известно, что группы GGB A. nidus регенерировали в проростки спорофитов на среде без регуляторов роста уже через 2 недели. А через 8 недель после субкультивирования, каждый проросток развивался в спорофит, потенциально готовый к акклиматизации [15]. Похожие результаты описаны для Pteris cretica “Wilsonii”, P. ensiformis “Victoriae”, N. cordifolia и A. niponicum. При использовании сред без добавления регуляторов роста все GGB были дифференцированы в спорофиты, тогда как при применении регуляторов роста формирование вай ингибировалось, а сегменты GGB продуцировали только новые меристемы и GGB [16, 20, 37].

Чаще всего исследователи использовали следующие концентрации солей: полный набор МС, 1/2МС и 1/4МС. Высокие концентрации минеральных солей и витаминов в питательной среде подавляли рост побегов [20]. Например, GGB Nephrolepis exaltata лучше формировали спорофиты на 3/4МС, чем на полной среде МС [32]. У P. aspericaulis var. tricolor частота дифференциации GGB на средах 1/4МС и 1/2МС была выше, чем на полной МС. Низкая концентрация минеральных солей способствовала лучшей дифференциации GGB в проростки спорофитов [24]. Основные рекомендуемые концентрации сахарозы для развития спорофитов находились в пределах 1‒3%. Концентрация агара для получения спорофитов по результатам большинства исследований варьировала от 0.65 до 0.80%.

Добавление активированного угля в питательную среду значительно ингибировало развитие спорофитов [17]. Однако, для P. aspericaulis var. tricolor добавление активированного угля было полезно на этапе формирования спорофитов, но затем его исключали [24].

При регенерации спорофитов P. aspericaulis var. tricolor из GGB спектры света (белый, синий, красный) не влияли на частоту дифференциации GGB, но заметно воздействовали на дальнейший рост спорофитов в высоту. Красный свет способствовал удлинению черешка и получению максимальной высоты ювенильного спорофита (5.70 см). Синий свет, напротив, тормозил удлинение черешка, спорофиты достигали минимальной высоты (3.38 см). Кроме того, различное качество света светодиодов также влияло на морфологию и цвет вай. В отличие от спорофитов под белыми светодиодами, имеющими нормальную морфологию вай, цвет вай был более насыщенным под синими светодиодами и светлее под красными светодиодами. Спорофиты под белыми или красными светодиодами показали нормальный размер вай, тогда как под синим светом они были меньше [24].

ТЕМПЫ РАЗМНОЖЕНИЯ

Практически во всех работах качественные и количественные показатели размножения папоротников посредством продуцирования GGB варьировали в зависимости от вида, но были достаточно высокими. Например, для N. cordifolia можно было получить 160 000 проростков от одного экспланта за 6 месяцев [13]. У большинства эксплантов P. bifurcatum, культивируемых в течение 40 дней на среде без БАП, было сформировано 10–35 GGB, а после 3 месяцев культивирования с одного листового экспланта было получено до 150 спорофитов. Кроме того, эффективность регенерации GGB в определенной степени варьировала как в группе GGB на экспланте, так и между эксплантами на одной и той же среде [21]. В исследовании Liao и Wu [17] было получено около 170 спорофитов на один исходный листовой эксплант P. bifurcatum в течение 32-недельного периода культивирования. По мнению авторов, количество продуцированных спорофитов могло быть дополнительно увеличено путем перевода культур GGB в условия циклического размножения. В публикации 1999 г. сообщалось, что количество клонированных с помощью GGB спорофитов M. struthiopteris превышало 5000 [46]. В статье Bertrand с соавт. [41] с помощью гомогенизации 1 г вайи P. cambricum и последующем формировании GGB получали 980 спорофитов за 10 месяцев. В эксперименте с N. exaltata на одном экспланте сформировалось по 5–8 проростков [42]. Таким образом, по сравнению с обычным размножением спорами, система размножения GGB более эффективна по скорости и количеству получаемых спорофитов и может быть использована для коммерческого микроразмножения папоротников.

УКОРЕНЕНИЕ И АККЛИМАТИЗАЦИЯ СПОРОФИТОВ

Образование корней у спорофитов в условиях in vitro может быть спонтанным или направленным (в отсутствии и присутствии регуляторов роста, соответственно), в условиях in vitro и при акклиматизации. Спорофиты Pteridium aquilinum и N. exaltata укореняли на 1/2МС с НУК (0.1 мг/л) [14] и на МС с ИУК (1.9 мг/л) [32] соответственно. Не укоренившиеся спорофиты P. bifurcatum с 3–6 вайями изымали из среды и промывали от остатков агара. Затем спорофиты переносили в горшки с субстратом ex vitro для акклиматизации, где они показали спонтанное развитие корней в течение первых 4 недель [17]. Спорофиты папоротника A. raddianum “Fritz Luthi” были обработаны НУК с целью инициации ризогенеза, однако корнеобразование у них было слабым. Тем не менее, спорофиты этого же папоротника с развитыми вайями успешно укоренились на стадии акклиматизации [16]. Имеются данные, что рост спорофитов и корней в длину был наиболее интенсивным на средах без регулятора роста, а полученные в результате культивирования спорофиты были пригодны для акклиматизации без дополнительных манипуляций [20, 30]. Например, укореняемость спорофитов Asplenium delavayi на среде без регуляторов роста составила 100% [30]. Также регенерированные проростки P. bifurcatum с хорошо развитыми корнями изымали из безгормональной среды, переносили в почву и выдерживали при высокой относительной влажности 2 недели, а затем помещали в теплицу [21]. По результатам исследований Higuchi и Amaki [15], акклиматизация побегов A. nidus в вермикулите привела к образование корней у 90% побегов после 4 недель. При этом обработка регуляторами роста не способствовала укоренению или его угнетению.

В качестве почвенного субстрата для акклиматизации спорофитов исследователи использовали сфагнум, вермикулит, перлит, речной песок, почвенный грунт, торф и их смеси. Состав и соотношения субстратных компонентов были различными: вермикулит и торф (1:1) [17], перлит и торф (1 : 8) [24], вермикулит и почвенный грунт (1 : 1) [34], торф и речной песок (1:1) [14], сфагнум и перлит (4 : 1) [32]. В качестве емкостей для субстратов использовались пластиковые горшки и контейнеры. Помимо своевременного полива, емкости с субстратом иногда переносили в контейнеры с водой (глубина 1.5 см) и накрывали прозрачным целлофаном. Температуру для акклиматизации папоротников поддерживали в диапазоне 20−30°C. Выживаемость спорофитов всегда была достаточно высокая, например, для A. delavayi она достигала 80% [30].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Использование системы размножения папоротников in vitro посредством GGB расширяет возможности использования культуры тканей и открывает новые перспективы ее применения. Основными преимуществами данной системы размножения являются: большое количество спорофитов, образующихся в расчете на один эксплант без промежуточной стадии каллусобразования; возможность влиять на количество и темпы размножения GGB; хорошая укореняемость спорофитов без дополнительных манипуляций; однородность полученных растений; возможность использовать GGB для долгосрочного сохранения генофонда папоротников методом криоконсервации клеточных культур in vitro. GGB могут быть ключевым и непрерывно поставляемым материалом для размножения in vitro редких, декоративных, лекарственных и пищевых папоротников. Все это делает указанную систему размножения пригодной и экономически выгодной для их массового получения. Условия инициации, пролиферации и дифференциации GGB могут варьировать между видами или быть общими для нескольких видов. Тем не менее, наиболее важным фактором является состав питательной среды. Литературные данные позволяют адаптировать и модифицировать уже известные условия культивирования для конкретных видов.

Работа выполнена в рамках государственного задания Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (Регистрационный номер: 122040800086-1).

Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов. Настоящий обзор не содержит каких-либо исследований с участием людей и животных в качестве объектов исследований.