Генетика, 2020, T. 56, № 6, стр. 657-666

Феномен высокой частоты мутаций в генах 35S рРНК С-субгенома у полиплоидных видов Avena L.

А. В. Родионов 12*, А. В. Амосова 3, Л. М. Крайнова 2, Э. М. Мачс 1, Ю. В. Михайлова 1, А. А. Гнутиков 4, О. В. Муравенко 3, И. Г. Лоскутов 24

1 Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук
197376 Санкт-Петербург, Россия

2 Санкт-Петербургский государственный университет
199034 Санкт-Петербург, Россия

3 Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук
119991 Москва, Россия

4 Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений им. Н.И. Вавилова
190000 Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: avrodionov@mail.ru

Поступила в редакцию 09.06.2019
После доработки 30.07.2019
Принята к публикации 11.09.2019

Аннотация

Используя локус-специфичное ДНК-секвенирование на платформе Roche 454, мы изучили внутригеномный полиморфизм одного из районов гена 35S рРНК (фрагмент 18S рДНК–ITS1–фрагмент 5.8S рДНК) у трех гексаплоидных видов Avena c кариотипом AACCDD и у тетраплоида A. insularis (AAСС или CCDD). В геномах этих полиплоидов найдены рДНК, полученные от предков-диплоидов как с А-, так и с С-геномами. У A. insularis вместо ожидаемых 50% ITS1 С-типа было только 3.3%, а у гексаплоидов рДНК, полученной от предков с С-геномами, только 1.4–2.4%. Последовательности 18S рДНК, ITS1 и 5.8S рДНК С-субгеномов были в 10 раз более вариабельны, чем те же последовательности A-субгеномов. Некоторые из последовательностей С-субгеномов содержали делеции, в том числе делеции в районе, кодирующем 18S рРНК. Результаты FISH с зондами pTa71 и pTa794 подтверждают факт утраты полиплоидами значительной части 35S рДНК и 5S рДНК субгенома, полученного от диплоида с кариотипом СС. Последовательности ITS1 С-субгеномов полиплоидных видов разнообразны, но среди них можно выделить основной (core) вариант, примерно равноудаленный от ITS диплоидов, несущих Сv- и Cp-геномы. Наши результаты показывают, что утрата 35S рДНК С-субгеномов происходит на фоне накопления в этих последовательностях множества однонуклеотидных замен (SNPs) и делеций. В “репрессируемых” локусах 35S рРНК С-субгеномов множественное мутирование, по-видимому, не сопровождается гомогенизацией рДНК – есть основания думать, что процессы изогенизации рДНК и процессы транскрипции/сайленсинга – связанные явления.

Ключевые слова: Aveneae, Poeae, Poaceae, межвидовая гибридизация, аллополиплоиды, эволюция геномов.

DOI: 10.31857/S0016675820060090

Список литературы

  1. Van de Peer Y., Mizrachi E., Marchal K. The evolutionary significance of polyploidy // Nat. Rev. Genet. 2017. V. 18. P. 411–424. https://doi.org/10.1038/nrg.2017.26

  2. Soltis D.E., Visger C.J., Marchant D.B., Soltis P.S. Polyploidy: pitfalls and paths to a paradigm // Am. J. Bot. 2016. V. 103. P. 1146–1166. https://doi.org/10.3732/ajb.1500501

  3. Hu G., Wendel J.F. Cis–trans controls and regulatory novelty accompanying allopolyploidization // New Phytol. 2019. V. 221. P. 1691–1700. https://doi.org/10.1111/nph.15515

  4. Родионов А.В., Амосова А.В., Беляков Е.А. и др. Генетические последствия межвидовой гибридизации, ее роль в видообразовании и фенотипическом разнообразии растений // Генетика. 2019. Т. 55. № 3. С. 255–272.

  5. Родионов А.В. Межвидовая гибридизация и полиплоидия в эволюции растений // Вавилов. журн. генет. и селек. 2013. Т. 17. № 4(2). С. 916–929.

  6. Родионов А.В., Носов Н.Н., Ким Е.С. и др. Происхождение полиплоидных геномов мятликов (Poa L.) и феномен потока генов между Северной Пацификой и субантарктическими островами // Генетика. 2010. Т. 46. № 12. С. 1598–1608.

  7. Xiong Z., Gaeta R.T., Pires J. C. Homoeologous shuffling and chromosome compensation maintain genome balance in resynthesized allopolyploid Brassica napus // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2011. V. 108. P. 7908–7913. https://doi.org/10.1073/pnas.1014138108

  8. Lipman M.J., Chester M., Soltis P.S., Soltis D.E. Natural hybrids between Tragopogon mirus and T. miscellus (Asteraceae): a new perspective on karyotypic changes following hybridization at the polyploid level // Am. J. Bot. 2013. V. 100. P. 2016–2022. https://doi.org/10.3732/ajb.1300036

  9. Navashin M. Chromosomal alterations caused by hybridization and their bearing upon certain general genetic problems // Cytologia. 1934. V. 5. P. 169–203.

  10. Kovarik A., Dadejova M., Lim Y.K. et al. Evolution of rDNA in Nicotiana allopolyploids: a potential link between rDNA homogenization and epigenetics // Ann. Bot. 2008. V. 101. P. 815–823. https://doi.org/10.1093/aob/mcn019

  11. Matyášek R., Renny-Byfield S., Fulneček J. et al. Next generation sequencing analysis reveals a relationship between rDNA unit diversity and locus number in Nicotiana diploids // BMC Genomics. 2012. V. 13. P. 722. https://doi.org/10.1186/1471-2164-13-722

  12. Long H., Chen C., Wang B., Feng Y. rDNA genetic imbalance and nucleolar chromatin restructuring is induced by distant hybridization between Raphanus sativus and Brassica alboglabra // PLoS One. 2015. V. 10(2). e0117198. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0117198

  13. Пунина Е.О., Мачс Э.М., Крапивская Е.Е. и др. Межвидовая гибридизация в роде Paeonia (Paeoniaceae): полиморфные сайты в транскрибируемых спейсерах генов 45S рРНК как индикаторы происхождения природных и искусственных гибридов пионов // Генетика. 2012. Т. 48. № 7. С. 812–826.

  14. Родионов А.В., Добрякова К.С., Пунина Е.О. Полиморфные сайты в районе ITS1–5.8S рДНК–ITS2 у гибридогенного рода × Elyhordeum и предполагаемых межвидовых гибридов Elymus (Poaceae: Triticeae) // Генетика. 2018. Т. 54. № 9. С. 999–1014. https://doi.org/10.1134/S0016675818090126

  15. Rodionov A.V., Gnutikov A.A., Kotsinyan A.R. et al. ITS1–5.8S rDNA–ITS2 sequence in 35S rRNA genes as a marker for reconstruction of phylogeny of grasses (Poaceae Family) // Biol. Bull. Reviews. 2017. V. 7. № 2. P. 85–102.

  16. Родионов А.В., Тюпа Н.Б., Ким Е.С. и др. Геномная конституция автотетраплоидного овса Avena macrostachya, выявленная путем сравнительного анализа последовательностей ITS1 и ITS2: к вопросу об эволюции кариотипов овсов и овсюгов на ранних этапах дивергенции видов рода Avena // Генетика. 2005. Т. 41. № 5. С. 646–656.

  17. Nikoloudakis N., Katsiotis A. The origin of the C-genome and cytoplasm of Avena polyploids // Theor. Appl. Genet. 2008. V. 117. P. 273–281. https://doi.org/10.1007/s00122-008-0772-9

  18. Peng Y.Y., Baum B.R., Ren C.Z. et al. The evolution pattern of rDNA ITS in Avena and phylogenetic relationship of the Avena species (Poaceae: Aveneae) // Hereditas. 2010. V. 147. P. 183–204. https://doi.org/10.1111/j.1601-5223.2010.02172.x

  19. Jellen E.N., Gill B.S., Cox T.S. Genomic in situ hybridization differentiates between A/D-and C-genome chromatin and detects intergenomic translocations in polyploid oat species (genus Avena) // Genome. 1994. V. 37. P. 613–618.

  20. Irigoyen M.L., Loarce Y., Linares C. et al. Discrimination of the closely related A and B genomes in AABB tetraploid species of Avena // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 103. P. 1160–1166.

  21. Shelukhina O., Badaeva E., Loskutov I., Pukhal’sky V.A. A comparative cytogenetic study of the tetraploid oat species with the A and C genomes: Avena insularis, A. magna, and A. murphyi // Rus. J. Genet. 2007. V. 43. P. 613–626.

  22. Badaeva E.D., Shelukhina O.Y., Diederichsen A. et al. Comparative cytogenetic analysis of Avena macrostachya and diploid C-genome Avena species // Genome. 2010. V. 53. P. 125–137. https://doi.org/10.1139/g09-089

  23. Тюпа Н.Б., Ким Е.С., Лоскутов И.Г., Родионов А.В. К происхождению полиплоидов в роде Avena L.: молекулярно-филогенетическое исследование // Тр. по прикл. бот., ген. и селекции. 2009. Т. 165. С. 13–20.

  24. Fominaya A., Loarce Y., Montes A., Ferrer E. Chromosomal distribution patterns of the (AC) 10 microsatellite and other repetitive sequences, and their use in chromosome rearrangement analysis of species of the genus Avena // Genome. 2016. V. 60. P. 216–227. https://doi.org/10.1139/gen-2016-0146

  25. Rajhathy T., Thomas H.T. Chromosomal differentiation and speciation in diploid Avena // Can. J. Genet. Cytol. 1967. V. 9. P. 52–68.

  26. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue // Phytochem. Bull. 1987. V. 19. P. 11–15.

  27. Ridgway K.P., Duck J.M., Young J.P.W. Identification of roots from grass swards using PCR-RFLP and FFLP of the plastid trnL (UAA) intron // BMC Ecol. 2003. V. 3: 8. https://doi.org/10.1186/1472-6785-3-8

  28. Stanford A.M., Harden R., Parks C.R. Phylogeny and biogeography of Juglans (Juglandaceae) based on matK and ITS sequence data // Am. J. Bot. 2000. V. 87. P. 872–882.

  29. White T.J., Bruns T., Lee S., Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics // PCR Protocols: A Guide to Methods and Applications. 1990. V. 18. P. 315–322.

  30. Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data // Bioinformatics. 2014. V. 30. P. 2114–2120. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu170

  31. Aronesty E. Comparison of sequencing utility programs // The Open Bioinformatics J. 2013. V. 7. № 1. https://doi.org/10.2174/18750362013070100011

  32. Okonechnikov K., Golosova O., Fursov M. et al. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit // Bioinformatics. 2012. V. 28. P. 1166–1167. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bts0915

  33. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets // Mol. Biol. Evol. 2016. V. 33. P. 1870–1874. https://doi.org/10.1093/molbev/msw054

  34. Clement M., Posada D.C.K.A., Crandall K.A. TCS: a computer program to estimate gene genealogies // Mol. Ecol. 2000. V. 9. P. 1657–1659.

  35. Múrias dos Santos A., Cabezas M.P., Tavares A.I. et al. tcsBU: a tool to extend TCS network layout and visualization // Bioinformatics. 2015. V. 32. P. 627–628. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btv636

  36. Badaeva E.D., Badaev N.S., Gill B.S., Filatenko A.A. Intraspecific karyotype divergence in Triticum araraticum (Poaceae) // Plant Syst. Evol. 1994. V. 192. P. 117–145. https://doi.org/10.1007/BF00985912

  37. Amosova A.V., Bolsheva N.L., Samatadze T.E. et al. Molecular cytogenetic analysis of Deschampsia antarctica Desv. (Poaceae), Maritime Antarctic // PLoS One. 2015. V. 10(9): e0138878. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0138878

  38. Gerlach W.L., Bedbrook J.R. Cloning and characterization of ribosomal RNA genes from wheat and barley // Nucl. Acids Res. 1979. V. 7. P. 1869–1885. PMID:537913.https://doi.org/10.1093/nar/7.7.1869

  39. Gerlach W.L., Dyer T.A. Sequence organization of the repeating units in the nucleus of wheat which contain 5S rRNA genes // Nucl. Acids Res. 1980. V. 8. P. 4851–4855.

  40. Muravenko O.V., Yurkevich O.Y., Bolsheva N.L. et al. Comparison of genomes of eight species of sections Linum and Adenolinum from the genus Linum based on chromosome banding, molecular markers and RAPD analysis // Genetica. 2009. V. 135. P. 245–255. https://doi.org/10.1007/s10709-008-9273-7

  41. Лоскутов И.Г. Межвидовые скрещивания в роде Avena L. // Генетика. 2001. Т. 37. № 5. С. 581–590.

  42. Ladizinsky G. A new species of Avena from Sicily, possibly the tetraploid progenitor of hexaploid oats // Genet. Res. Crop Evol. 1998. V. 45. P. 263–269.

  43. Jellen E.N., Ladizinsky G. Giemsa C-banding in Avena insularis Ladizinsky // Genet. Res. Crop Evol. 2000. V. 47. P. 227–230.

  44. Zhou X., Jellen E.N., Murphy J.P. Progenitor germplasm of domisticated hexaploid oat // Crop Sci. 1999. V. 39. P. 1208–1214.

  45. Loskutov I.G. On evolutionary pathways of Avena species // Genet. Res. Crop Evol. 2008. V. 55. P. 211–220.

  46. Irigoyen M.L., Linares C., Ferrer E., Fominaya A. Fluorescence in situ hybridization mapping of Avena sativa L. cv. SunII and its monosomic lines using cloned repetitive DNA sequences // Genome. 2002. V. 45. P. 1230–1237.

  47. Murai K., Tsunewaki K. Chloroplast genome evolution in the genus Avena // Genetics. 1987. V. 116. P. 613–621.

  48. Rines H.W., Gengenbach B.G., Boylan K.L., Storey K.K. Mitochondrial DNA diversity in oat cultivars and species // Crop Sci. 1988. V. 28. P. 171–176.

  49. Mogensen H.L. The hows and whys of cytoplasmic inheritance in seed plants // Am. J. Bot. 1996. V. 83. P. 383–404.

  50. Peng Y.Y., Wei Y.M., Baum B.R. et al. Phylogenetic investigation of Avena diploid species and the maternal genome donor of Avena polyploids // Taxon. 2010. V. 59. P. 1472–1482.

  51. Fu Y.B. Oat evolution revealed in the maternal lineages of 25 Avena species // Sci. Reports. 2018. V. 8(1). P. 4252. https://doi.org/10.1038/s41598-018-22478-4

  52. Kovarik A., Matyasek R., Lim K.Y. et al. Concerted evolution of 18–5.8–26S rDNA repeats in Nicotiana allotetraploids // Biol. J. Linnean Soc. 2004. V. 82. P. 615–625.

  53. Ganley A.R., Kobayashi T. Highly efficient concerted evolution in the ribosomal DNA repeats: total rDNA repeat variation revealed by whole-genome shotgun sequence data // Genome Res. 2007. V. 17. P. 184–191.

  54. Eickbush T.H., Eickbush D.G. Finely orchestrated movements: evolution of the ribosomal RNA genes // Genetics. 2007. V. 175. P. 477–485.

  55. Dadejová M., Lim K.Y., Soucková-Skalická K. et al. Transcription activity of rRNA genes correlates with a tendency towards intergenomic homogenization in Nicotiana allotetraploids // New Phytol. 2007. V. 174. P. 658–668.

  56. Sochorová J., Coriton O., Kuderová A. et al. Gene conversion events and variable degree of homogenization of rDNA loci in cultivars of Brassica napus // Ann. Bot. 2016. V. 119. P. 13–26. https://doi.org/10.1093/aob/mcw187

  57. Lunerová J., Renny-Byfield S., Matyášek R. et al. Concerted evolution rapidly eliminates sequence variation in rDNA coding regions but not in intergenic spacers in Nicotiana tabacum allotetraploid // Plant Syst. Evol. 2017. V. 303. P. 1043–1060.

  58. Peng J.C., Karpen G.H. H3K9 methylation and RNA interference regulate nucleolar organization and repeated DNA stability // Nat. Cell Biol. 2007. V. 9. P. 25–35.

  59. Gaillard H., Aguilera A. Transcription as a threat to genome integrity // Ann. Rev. Biochem. 2016. V. 85. P. 291–317. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-060815-014908

  60. Okamoto H., Watanabe T.A., Horiuchi T. Double rolling circle replication (DRCR) is recombinogenic // Genes to Cells. 2011. V. 16. P. 503–513.

  61. Noto T., Kataoka K., Suhren J.H. et al. Small-RNA-mediated genome-wide trans-recognition network in Tetrahymena DNA elimination // Mol. Cell. 2015. V. 59. P. 229–242. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2015.05.024

Дополнительные материалы отсутствуют.