Микробиология, 2021, T. 90, № 4, стр. 400-412

Сравнение таксономического состава бактериальных обрастаний, развивающихся на поверхности различных материалов, экспонированных в водных средах

Т. П. Турова a*, Д. Ш. Соколова a, Т. Н. Назина a, А. Б. Лаптев b

a Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
119071 Москва, Россия

b Федеральное государственное унитарное предприятие “Всероссийский научно-исследовательский институт авиационных материалов”
105005 Москва, Россия

* E-mail: tptour@rambler.ru

Поступила в редакцию 29.12.2020
После доработки 12.02.2021
Принята к публикации 05.03.2021

Аннотация

Целью работы являлось выявление потенциальных деструкторов полиэтилентерефталата (ПЭТ), полистирола (ПС) и стали 20 на основании сравнения такcономического состава сообществ бактериальных обрастаний на образцах этих материалов, помещенных в водные среды различного происхождения (морские, природные пресные и промышленные) в разных климатических регионах. Полученные методом высокопроизводительного секвенирования V3–V4 региона гена 16S рРНК библиотеки группировались, преимущественно, согласно типам водных сред. При этом состав и количественное соотношение таксонов, как на уровне филумов/классов, так и на родовом уровне заметно различались для каждой из групп полученных библиотек, а внутри групп менялись в основном в зависимости от времени экспозиции, в промышленной воде – от проведения антимикробной обработки и, в меньшей степени, от типа материала образцов. Полученные результаты позволили предположить, что промышленная оборотная вода является более агрессивной средой по отношению к полимерным материалам, а потенциальные штаммы-деструкторы полимеров (ПЭТ и ПС) могут быть обнаружены среди представителей родов Pseudomonas, Acidovorax и Arenimonas. В морской воде в биокоррозии стали наиболее вероятно участвуют представители серо- и железоокисляющих бактерий родов Sulfurimonas и Mariprofundus.

Ключевые слова: полиэтилентерефталат, ПЭТ, полистирол, ПС, сталь, СТ, биодеградация, биокоррозия, высокопроизводительное секвенирование, ген 16S рРНК

DOI: 10.31857/S0026365621040182

Список литературы

  1. Лаптев А.Б., Николаев Е.В., Куршев Е.В., Горяшник Ю.С. Особенности биодеструкции термопластов на основе полиэфиров в различных климатических зонах // Труды ВИАМ. 2019. № 7. С. 84–91. https://doi.org/10.18577/2307-6046-2019-0-7-84-91

  2. Турова Т.П., Соколова Д.Ш., Назина Т.Н., Груздев Д.С., Лаптев А.Б. Филогенетическое разнообразие микробных сообществ с поверхности полиэтилентерефталатных материалов при экспозиции в водных средах // Микробиология. 2020. Т. 89. С. 99–110. https://doi.org/10.31857/S0026365620010152

  3. Tourova T.P., Sokolova D.S., Nazina T.N., Grouzdev D.S., Laptev A.B. Phylogenetic diversity of microbial communities from the surface of polyethylene terephthalate materials exposed to different water environments // Microbiology (Moscow). 2020. V. 89. P. 96–106. https://doi.org/10.1134/S0026261720010154

  4. Abdolahi A., Hamzah E., Ibrahim Z., Hashim S. Microbially influenced corrosion of steels by Pseudomonas aeruginosa // Corros. Rev. 2014. V. 32. P. 129–141.https://doi.org/10.1515/corrrev-2013-0047

  5. Aruliah R., Ting Y.-P. Characterization of corrosive bacterial consortia isolated from water in a cooling tower // ISRN Corros. 2014. V. 2014. Art. 803219. https://doi.org/10.1155/2014/803219

  6. Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J., Bittinger K., Bushman F.D., Costello E.K., Fierer N., Pena A.G., Goodrich J.K., Gordon J.I., Huttley G.A., Kelley S.T., Knights D., Koenig J.E., Ley R.E., Lozupone C.A., McDonald D., Muegge B.D., Pirrung M., Reeder J., Sevinsky J.R., Turnbaugh P.J., Walters W.A., Widmann J., Yatsunenko T., Zaneveld J., Knight R. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data // Nat. Methods. 2010. V. 7. P. 335–336. https://doi.org/10.1038/nmeth.f.303

  7. de Carvalho C.C.C.R. Marine biofilms: A successful microbial strategy with economic implications // Front. Mar. Sci. 2018. V. 5. Art. 126. https://doi.org/10.3389/fmars.2018.00126

  8. Dang H., Chen R., Wang L., Shao S., Dai L., Ye Y., Guo L., Huang G., Klotz M.G. Molecular characterization of putative biocorroding microbiota with a novel niche detection of Epsilon- and Zetaproteobacteria in Pacific Ocean coastal seawaters // Environ. Microbiol. 2011. V. 13. P. 3059–3074. https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2011.02583.x

  9. Dussud C., Meistertzheim A.L., Conan P., Pujo-Pay M., George M., Fabre P., Coudane J., Higgs P., Elineau A., Pedrotti M.L., Gorsky G., Ghiglione J.F. Evidence of niche partitioning among bacteria living on plastics, organic particles and surrounding seawaters // Environ. Pollut. 2018. V. 236. P. 807–816. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2017.12.027

  10. Emerson D. The role of iron-oxidizing bacteria in biocorrosion: a review // Biofouling. 2018. V. 34. P. 989–1000. https://doi.org/10.1080/08927014.2018.1526281

  11. Franden M.A., Jayakody L.N., Li W.-J., Wagner N.J., Cleveland N.S., Michener W.E., Hauer B, Blank L.M., Wierckx N., Klebensberger J., Beckham G.T. Engineering Pseudomonas putida KT2440 for efficient ethylene glycol utilization // Metab. Eng. 2018. V. 48. P. 197–207. https://doi.org/10.1016/j.ymben.2018.06.003

  12. Gao S., Liang J., Teng T., Zhang M. Petroleum contamination evaluation and bacterial community distribution in a historic oilfeld located in loess plateau in china // Appl. Soil Ecol. 2018. V. 136. P. 30–42. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2018.12.012

  13. Gassner G.T. The styrene monooxygenase system // Methods Enzymol. 2019. V. 620. P. 423–453. https://doi.org/10.1016/bs.mie.2019.03.019

  14. Hoellein T., Rojas M., Pink A., Gasior J., Kelly J. Anthropogenic litter in urban “Fresh” water ecosystems: Distribution and microbial interactions // PLoS One. 2014. V. 9. e98485. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0098485

  15. Kenny S.T., Nikodinovic-Runic J., Kaminsky W., Woods T., Babu R.P., Keely C.M., Blau W., O’Connor K.E. Up-Cycling of PET (polyethylene terephthalate) to the biodegradable plastic PHA (polyhydroxyalkanoate) // Environ. Sci. Technol. 2008. V. 42. P. 7696–7701. https://doi.org/10.1021/es801010e

  16. Kesy K., Oberbeckmann S., Kreikemeyer B., Labrenz M. Spatial environmental heterogeneity determines young biofilm assemblages on microplastics in Baltic Sea mesocosms // Front. Microbiol. 2019. V. 10. Art. 1665. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.01665

  17. Krueger M.C., Seiwert B., Prager A., Zhang S., Abel B., Harms H., Schlosse D. Degradation of polystyrene and selected analogues by biological Fenton chemistry approaches: Opportunities and limitations // Chemosphere. 2017. V. 173. P. 520–528. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.01.089

  18. Little B.J., Lee J.S. Microbiologically Influenced Corrosion. Hoboken, NJ: John Wiley & Sons Inc., 2007. Ch. 1e4.

  19. Maeda A.H., Nishi S., Ishii S., Shimane Y., Kobayashi H., Ichikawa J., Kurosawa K., Arai W., Takami H., Ohta Y. Complete genome sequence of Altererythrobacter sp. strain B11, an aromatic monomer-degrading bacterium, isolated from deep-sea sediment under the seabed off Kashima, Japan // Genome Announc. 2018. V. 22. e00200-18. https://doi.org/10.1128/genomeA.00200-18

  20. McBeth J.M., Emerson D. In situ microbial community succession on mild steel in estuarine and “Marine” environments: exploring the role of iron-oxidizing bacteria // Front. Microbiol. 2016. V. 7. Art. 767. https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00767

  21. Nogales J., García J.L., Díaz E. Degradation of aromatic compounds in Pseudomonas: A systems biology view // Aerobic Utilization of Hydrocarbons, Oils and Lipids / Ed. Ro-jo F. Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology. Springer, Cham. 2017. P. 1–49. https://doi.org/10.1007/978-3-319-39782-5_32-1

  22. Oberbeckmann S., Kreikemeyer B., Labrenz M. Environmental factors support the formation of specific bacterial assemblages on microplastics // Front. Microbiol. 2018. V. 8. Art. 2709. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.02709

  23. Ogawa A., Takakura K., Hirai N., Kanematsu H., Kuroda D., Kougo T., Sano K., Terada S. Biofilm formation plays a crucial rule in the initial step of carbon steel corrosion in air and water environments // Materials. 2020. V. 13. Art. 923. https://doi.org/10.3390/ma13040923

  24. Otake Y., Kobayashi T., Asabe H., Murakami K., Ono K. Biodegradation of low-density polyethylene, polystyrene, polyvinyl chloride, and urea formaldehyde resin buried under soil for over 32 years // J. Appl. Polym. Sci. 1995. V. 56. P. 1789–1796. https://doi.org/10.1002/app.1995.070561309

  25. Rickard A.H., Gilbert P., Handley P.S. Influence of growth environment on coaggregation between freshwater biofilm bacteria // J. Appl. Microbiol. 2004. V. 96. P. 1367–1373. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2004.02297.x

  26. Segata N., Izard J., Waldron L., Gevers D., Gevers D., Miropolsky L., Garrett W.S., Huttenhower C. Metagenomic biomarker discovery and explanation // Genome Biol. 2011. V. 24. Art. R60. https://doi.org/10.1186/gb-2011-12-6-r60

  27. Tourova T., Sokolova D., Nazina T., Grouzdev D., Kurshev E., Laptev A. Biodiversity of microorganisms colonizing the surface of polystyrene samples exposed to different aqueous environments // Sustainability. 2020. V. 12. Art. 3624. https://doi.org/10.3390/su12093624

  28. Vague M., Chan G., Roberts C., Swartz N.A., Jay L., Mellies J.L. Pseudomonas isolates degrade and form biofilms on polyethylene terephthalate (PET) plastic // bioRxiv. 2019. 647321. https://doi.org/10.1101/647321

  29. Verma H., Kumar R., Oldach P., Sangwan N., Khurana J.P., Gilbert J.A., Rup L. Comparative genomic analysis of nine Sphingobium strains: insights into their evolution and hexachlorocyclohexane (HCH) degradation pathways // BMC Genomics. 2014. V. 15. Art. 1014. https://doi.org/10.1186/1471-2164-15-1014

  30. Webb H., Arnott J., Crawford R., Ivanova E. Plastic degradation and its environmental implications with special reference to poly(ethylene terephthalate) // Polymers. 2013. V. 5. P. 1–18. https://doi.org/10.3390/polym5010001

  31. Wilkes R., Aristilde L. Degradation and metabolism of synthetic plastics and associated products by Pseudomonas spp.: capabilities and challenges // J. Appl. Microbiol. 2017. V. 123. P. 582–593. https://doi.org/10.1111/jam.13472

  32. Yang Y., Yang J., Wu W.-M., Zhao J., Song Y., Gao L., Yang R., Jiang L. Biodegradation and mineralization of polystyrene by plastic-eating mealworms: part 2. Role of gut microorganisms // Environm. Sci. Technol. 2015. V. 49. P. 12087–12093.https://doi.org/10.1021/acs.est.5b02663

  33. Yoshida S., Hiraga K., Takehana T., Taniguchi I., Yamaji H., Maeda Y., Toyohara K., Miyamoto K., Kimura Y., Oda K. A bacterium that degrades and assimilates poly(ethylene terephthalate) // Science. 2016. V. 353. P. 759–759. https://doi.org/10.1126/science.aad6359

Дополнительные материалы

скачать ESM.docx
Таблица S1. Список доминантных (топ-25) родов по относительному количеству ридов представителей каждого рода в сумме ридов по каждому типу материала (ПЭТ, ПС и СТ) в каждой среде экспозиции (группы “Industrial”, “Marine” и “Fresh”).
 
 
скачать ESM_Page_4.jpg
Рисунок S1. Относительная доля последовательностей гена 16S рРНК (ридов) бактерий на уровне филумов/классов в библиотеках обрастаний на образцах полиэтилентерефталата (PET), полистирола (PS) и стали 20 (ST), экспонированных в промышленной оборотной (группа “Industrial”), морской (группа “Marine”) и природной пресной (группа “Fresh”) водных средах.
 
 
скачать ESM_Page_5.jpg
Рисунок S2. Тепловая карта (heatmap) распределения 778 родов бактерий по 26 библиотекам обрастаний с образцов ПЭТ (PET), ПС (PS) и СТ (ST).
 
 
скачать ESM_Page_6.jpg
Рисунок S3. Результаты анализа LefSe сравнения бактериальных сообществ из обрастаний с поверхности исследуемых материалов (ПЭТ (PET), ПС (PS) и СТ (ST)) в различных водных средах (группы “Industrial”, “Marine” и “Fresh”).
 
 
скачать ESM_Page_7.jpg
Рисунок S4. Распределение родов-маркеров, специфичных для групп “Industrial” и “Marine”, по типам материала образцов и сред экспозиции.