1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Микробиология
  4. T. 91, № 1, 2022

Микробиология, 2022, T. 91, № 1, стр. 102-115

Бактерии-деструкторы бензойной кислоты семейства Halomonadaceae, выделенные из района солеразработок: видовое разнообразие и анализ benA-генов

А. А. Пьянкова a, Е. Г. Плотникова a, *

a Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения Российской академии наук – филиал ПФИЦ УрО РАН
614081 Пермь, Россия

* E-mail: peg@iegm.ru

Поступила в редакцию 27.07.2021
После доработки 17.08.2021
Принята к публикации 07.09.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Проведен скрининг 124 штаммов семейства Halomonadaceae (родов Halomonas, Chromohalobacter, Salinicola, Kushneria), выделенных из района промышленных разработок Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей (ВМКМС), на способность использовать бензойную кислоту (БК) в качестве единственного источника углерода и энергии. Активный рост на БК демонстрировали 28 штаммов рода Halomonas, близкородственных видам H. taeanensis, H. olivaria, H. ventosae, H. titani-cae, H. alkaliantarctica, H. neptunia, H. radicis, H. sulfidaeris, в присутствии 30–70 г/л NaCl в среде культивирования. Штаммы родов Chromohalobacter, Salinicola, Kushneria не росли на БК или осуществляли трансформацию БК (2 штамма рода Chromohalobacter). ПЦР-скрининг на наличие у исследуемых бактерий семейства Halomonadaceae гена benA, кодирующего α-субъединицу бензоат 1,2-диоксигеназы (1,2-ДО) – ключевого фермента деструкции БК, показал присутствие гена во всех штаммах-деструкторах БК рода Halomonas. Установлено, что нуклеотидные последовательности амплифицированных фрагментов имели наибольшее сходство, не превышающее 95.50%, с генами α-субъединиц бензоат 1,2-ДО, 2-хлорбензоат 1,2-ДО и других диоксигеназ с кластером Риске [2Fe-2S], галофильных бактерий рода Halomonas. Новые данные о генетических системах, контролирующих разложение БК, бактерий рода Halomonas представляют интерес для понимания молекулярных механизмов деструкции ароматических соединений в условиях засоления, а выявленные активные штаммы-деструкторы БК могут быть использованы при разработке технологий восстановления и мониторинга загрязненных почв.

Ключевые слова: бактерии-деструкторы, бензойная кислота, benА, Halomonadaceae

Бактерии семейства Halomonadaceae (класс Gammaproteobacteria) являются грамотрицательными, слабо- или умеренно-галофильными, неспорообразующими, аэробными микроорганизмами. Представители семейства, включающего 14 родов, широко распространены в засоленных экосистемах, таких как соленые озера, засоленная почва, солончаки, морской лед, морепродукты, морские беспозвоночные, сточные воды, морская вода и гидротермальные источники (de la Haba et al., 2014). Повышенный интерес к изучению бактерий семейства Halomonadaceae вызван тем, что они способны синтезировать осмопротекторы (эктоин, глицин бетаин и гидроксиэктоин), биополимеры (экзополисахариды и полигидроксиалканоат), биосурфактанты, а также осуществлять разложение ароматических соединений (García et al., 2005; de la Haba et al., 2014; Monzón et al., 2018). Такие бактерии перспективны для использования в биотехнологических целях, в частности, для очистки засоленных почв и водоемов от токсичных органических поллютантов. Имеется большое количество публикаций о деградации ароматических соединений (АС) представителями семейства Halomona-daceae индивидуально или в составе ассоциаций (Le Borgne et al., 2008; Fathepure, 2014). Одним из промежуточных продуктов окислительного катаболизма многих АС, в том числе являющихся загрязнителями окружающей среды (фенола, толуола, бифенила, фталатов и других), у бактерий является бензойная кислота (БК) (Moreno et al., 2011; Li et al., 2013). Накопление БК в окружающей среде также связано с метаболической активностью растений, антропогенной деятельностью, поскольку БК и ее производные служат сырьем для получения целого спектра химических соединений, применяются при консервировании пищевых продуктов, в медицине и парфюмерной промышленности (García et al., 2005; Le Borgne, 2008; Li et al., 2013). Среди бактерий семейства Halomonadaceae способность к разложению БК описана для H. ha-lodurans ATCC 29686T (Rosenberg, 1983), H. organivorans CECT 5995T (Moreno et al., 2011), H. elongata A15.6, H. eurihalina A17.6, A25.2 (Garcia et al., 2005), H. campisalis ATCC 700597T (Oie et al., 2007), Halomonas sp. KHS3 (Monzón et al., 2018), Chromohalobacter salexigens DSM 3043T (Csonka et al., 2005), Chromohalobacter sp. HS-2 (Kim et al., 2008). Однако информация об особенностях строения и функционирования генетических систем, а также путях метаболизма, обеспечивающих деструкцию ароматических соединений в условиях засоления, у этой группы микроорганизмов крайне ограничена (Fathepure, 2014).

Метаболический путь разложения бензойной кислоты, который наиболее часто встречается у прокариот, начинается с внедрения гидроксигрупп в химически стабильное ароматическое кольцо молекулы под действием бензоат 1,2-диоксигеназы (EC 1.14.12.10) и дигидродигидроксибензоат дегидрогеназы (EC 1.3.1.25) с образованием дигидроксибензоата (катехола) (https://www.genome.jp/pathway/map00362+C00180). Показано, что субстратная специфичность обусловливается α-субъединицей бензоат 1,2-ДО (Parales, Resnick, 2006), поэтому ген benA, кодирующий α-субъединицу этого фермента, часто используется в качестве генетического маркера, предполагающего возможность индукции в бактериальных клетках бензоат 1,2-ДО.

Ранее из района промышленных разработок Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей (ВМКМС), характеризующегося высоким уровнем засоления и присутствием различных органических поллютантов (в том числе, моно- и полиАС) (Бачурин, Одинцова, 2009), были выделены индивидуальные бактерии семейства Halomonadaceae и ассоциации, в составе которых присутствовали представители этого семейства (Ананьина и соавт., 2005; Корсакова и соавт., 2013; Olsson et al., 2017; Пьянкова и соавт., 2020). Ряд штаммов рода Halomonas был способен расти на нафталине, орто-фталевой, протокатеховой, гентизиновой и бензойной кислотах в качестве единственного источника углерода и энергии (Ястребова и соавт., 2019).

Цель настоящей работы – характеристика бактерий-деструкторов БК семейства Halomona-daceae, выделенных из различных экотопов района промышленных солеразработок ВМКМС, и описание разнообразия ключевых генов деструкции БК (benA) у исследуемых галофильных штаммов.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Образцы для исследований. В работе использованы бактерии семейства Halomonadaceae (родов Halomonas, Chromohalobacter, Kushneria, Salinicola) из рабочей коллекции лаборатории микробиологии техногенных экосистем ИЭГМ УрО РАН. Бактериальные штаммы были выделены из различных образцов, отобранных в районе солеразработок ВМКМС (г. Соликамск, г. Березники, Пермский край): ризосферы растений, почвы, грунта, глинистых донных отложений рассолоотводящей выработки рудника, отходов производства (шламохранилища, солеотвалы), рассолосборников (Ананьина и соавт., 2005; Корсакова и соавт., 2013; Olsson et al., 2017; Ястребова и соавт., 2019; Пьянкова и соавт., 2020). Также для исследования были взяты типовые штаммы: Halomonas taeanensis DSM 16463T, Chromohalobacter canadensis DSM 6769T, Chromohalobacter beijerinckii DSM7218T, Chromohalobacter japonicas CECT7219T, Chromohalobacter salarius CECT5903T, Salinicola socius SMB35T, Salinicola salarius DSM18044T.

Способность бактерий разлагать бензойную кислоту оценивали путем культивирования в жидкой минеральной среде Раймонда (МСР) (Raymond, 1961) с различными концентрациями NaCl (30–150 г/л) и без добавления соли. Бензойную кислоту (в виде 10% раствора бензоата натрия) добавляли до конечной концентрации 1 г/л. Культивирование осуществляли на термостатируемом шейкере при температуре 28°С и скорости вращения 140 об./мин в течение 14 сут. Оценку роста проводили путем измерения оптической плотности (ОП) культуральной жидкости на спектрофотометре UV-Visible BioSpec-mini (“Shimadzu”, Япония) при длине волны 600 нм в кювете с длиной оптического пути 1 см.

Утилизацию БК оценивали в культуральной жидкости, очищенной от бактериальных клеток центрифугированием (9660 g) в течение 3 мин на центрифуге miniSpin (“Eppendorf”, Германия). Наличие в надосадочной жидкости БК определяли методом ВЭЖХ-анализа на хроматографе LC-20AD Prominance (“Shimadzu”, Япония) с колонкой (С-18 150 × 4.6 мм; “Sigma-Aldrich”, США) и УФ-детектором SPD-20A (при 205 нм) в системе ацетонитрил–0.1% Н3РО4 (60 : 40). Количество субстрата оценивали по величине площади и высоты пиков на хроматограмме относительно величины стандарта (0.01% водный раствор БК). Повторность опытов трехкратная.

Идентификация бактерий-деструкторов. ДНК из чистых культур бактерий выделяли общепринятым методом (Short protocols in molecular biology, 1995). Идентификацию бактерий проводили на основе определения и анализа нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК (длина фрагментов 915–1418 п.н.). Амплификацию гена 16S рРНК осуществляли с использованием универсальных бактериальных праймеров: 27F (5'-AGAGTTTGATC(A/C)TGGCTCAG-3') и 1492R (5'-АСGG(C/T)TACCTTGTTACGACTT-3') (Lane, 1991) на приборе C1000 TouchTM Thermal Cycler (“Bio-Rad Laboratories”, США). Электрофорез, секвенирование и анализ полученных нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК проводили, как описано ниже.

Исследование ключевых генов деструкции бензойной кислоты (benA-генов) осуществляли путем амплификации фрагмента гена (длиной 521 п.н.), кодирующего α-субъединицу бензоат 1,2-диоксигеназы, при использовании праймеров benA-F (5'-GCCCACGAGAGCCAGATTCCC-3') и benA-R (5'-GGTGGCGGCGTAGTTCCAGTG-3') как описано (Baggi et al., 2008), с последующим секвенированием и анализом полученных нуклеотидных последовательностей.

Для обнаружения ПЦР-продуктов использовали электрофорез в горизонтальном 1% агарозном геле на 1× буфере ТВЕ (Трис – 10.8 г/л, борная кислота – 5.5 г/л, 0.5 М ЭДТА – 4 мл, вода дистиллированная – 79.7 мл/л) при комнатной температуре, напряжении 5–15 В/см в течение 20–40 мин. Агарозные гели анализировали после окрашивания раствором бромистого этидия (0.5 мкг/мл) в течение 10–15 мин и фотографирования в УФ-свете с помощью системы гельдокументирования BioDocAnalyze (“Bio-Rad Laboratories”, США). Для определения размеров амплифицированных фрагментов использовали маркер длин ДНК 100+ bp DNA Ladder (“Евроген”, Россия).

Определение нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК и benA осуществляли на автоматическом секвенаторе Genetic Analyser 3500XL (“Applied Biosystems”, США) с использованием набора реактивов Big Dye Terminator Cycle sequencing Kit v3.1 (“Applied Biosystems”, США), согласно рекомендациям производителя. Филогенетический анализ нуклеотидных последовательностей 16S рДНК и benA проводили с использованием программ Sequence Scanner v. 2.0., MEGA 7.0 (http://www.megasoftware.net), сервиса BLAST (http:// www.ncbi.nlm.nih.gov). Поиск гомологичных последовательностей осуществляли по международным базам данных EzBioCloud (http://www.ezbiocloud.net) и GenBank (http://www.ncbi. nlm.nih.gov). Для построения филогенетических деревьев использовали метод “neighbor-joining” программы MEGA 7.0. Статистическую достоверность ветвления (“bootstrap”-анализ) оценивали на основе 1000 альтернативных деревьев.

Нуклеотидные последовательности генов 16S рРНК и benA исследуемых штаммов депонированы в базу данных GenBank под номерами MW757272– MW757286, MZ359852–MZ359857 и MW862486–MW862498 соответственно.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Скрининг штаммов семейства Halomonadaceae на способность использовать БК в качестве субстрата. Сто двадцать четыре штамма семейства Halomonadaceae (родов Halomonas, Chromohalobacter, Salinicola, Kushneria), выделенных ранее из различных экотопов района солеразработок Верхнекамского месторождения солей, а также 7 типовых штаммов родов Halomonas, Chromohalobacter и Salinicola были проверены на способность к росту на БК в качестве единственного источника углерода и энергии. Было показано, что при выращивании в МСР в присутствии 30 г/л NaCl рост на БК демонстрировали 29 штаммов рода Halomonas (включая H. taeanensis DSM 16463T) из 63 штаммов этого рода разной видовой принадлежности, которые были отобраны для анализа. Рост на бензоате был зафиксирован у бактерий, близкородственных типовым штаммам видов H. taeanensis, H. olivaria, H. ventosae, H. titanicae, H. alkaliantarctica, H. neptunia, H. radicis, H. sulfidaeris, но не у представителей видов H. venusta, H. hydrothermalis, H. utahensis, H. alimentaria, H. meridiana, H. piezotolerans и H. songnenensis. Двадцать два активных штамма-деструктора БК рода Halomonas были исследованы более подробно (табл. 1). Среди 52 исследуемых штаммов рода Chromohalobacter (близкородственных видам C. beijerinckii, C. japonicus, C. salarius, C. canadensis) и 4 типовых штаммов рода, три штамма вида C. canadensis (включая типовой штамм C. canadensis DSM 6769T) осуществляли разложение (трансформацию) БК, о чем свидетельствовали убыль субстрата и изменение цвета среды в процессе культивирования (табл. 1). У 6 представителей рода Salinicola, близкородственных видам S. halophyticus, S. socius, S. salarius и типовых штаммов S. socius SMB35T, C. salarius CECT 5903T, а также у 3 штаммов рода Kushneria (близкородственных штамму K. phyllosphaerae EAod3T), не было выявлено способности разлагать БК.

Таблица 1.

Рост бактерий семейства Halomonadaceae в присутствии различных концентраций хлорида натрия

Штамм Богатая среда Раймонда, NaCl (г/л) Минеральная среда Раймонда, БК (1 г/л),
NaCl (г/л)
без NaCl 30 50 70
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида H. taeanensis
H. taeanensis DSM 16463T 30–250 – +++ ++ +
SMB56 0–150 + ++ ++ +
NDT27 0–250 + ++ +++ ++
D2 30–300 – +++ +++ ++
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида H. olivaria
NDT31 0–200 ++ ++ + +
NDT21 0–150 + + – –
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида H. ventosae
610-2 30–150 – +++ +++ +
PMK3 30–150 – ++ ++ +
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида H. titanicae
BNL26 0–150 ++ +++ +++ ++
BBL18 0–150 ++ ++ ++ ++
NDT13 0–150 + + – –
BNL3-2 0–150 + + – –
M125-1 0–150 – + + +
PD13-5 30–150 – + + +
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида H. alkaliantarctica
BBL22 0–150 + +++ +++ ++
8CN1-1 0–150 + + + +
6CN3-12 0–150 + + – –
5RN1 0–150 + + – –
Штаммы, близкородственные другим видам рода Halomonas
M135-4Nt (H. sulfidaeris) 0–150 – +++ +++ +
NDT28 (H. neptunia) 0–200 ++ ++ + +
M56-2 (H. alkaliphila) 0–150 – +++ +++ +
61g (H. radicis) 30–150 – + +++ +
Штаммы, близкородственные типовому штамму вида Chromohalobacter canadensis
C. canadensis B201 30–300 – –
т.о.с.* 		–
т.о.с. 		–
C. canadensis 55 30–300 – –
т.о.с.* 		–
т.о.с. 		–
C. canadensis DSM 6769T 30–300 – –
т.о.с.* 		– –

Примечание. “–” – рост не обнаружен; “+” – ОП600 от 0.1 до 0.3 ед.; “++” – ОП600 от 0.4 до 0.7 ед.; “+++” – ОП600 выше 0.7 ед.; “т.о.с.” – темное окрашивание среды культивирования. * Данные об утилизации бензойной кислоты приведены в тексте статьи.

Характеристика бактерий-деструкторов БК рода Halomonas. Бактерии рода Halomonas являются умеренно галофильными микроорганизмами, способными расти как в отсутствие соли, так и в присутствии высоких концентраций хлорида натрия до 325 г/л (de la Haba et al., 2014). Показано, что все исследуемые штаммы, изолированные из разных экотопов района солеразработок, росли на БСР при концентрации соли от 30 до 150 г/л. У ряда штаммов, Halomonas spp. PD13-5, PMK3, D2, 610-2, 61g и H. taeanensis DSM 16463T, рост в отсутствие соли не был выявлен, а оптимальное содержание NaCl в среде составляло 70–150 г/л. Кроме того, штаммы NDT27, D2, NDT28, NDT31, H. taeanensis DSM 16463T способны к росту при более высоких концентрациях NaCl в среде (200–300 г/л). Штаммы были проверены на способность к росту в МСР на БК в присутствии различных концентраций соли (табл. 1). Большинство культур показали наивысший прирост биомассы, выраженный в показателях оптической плотности культуры, при содержании 30 г/л соли в среде. С другой стороны, ряд штаммов (NDT27, D2, BNL26, BBL18, BBL22, M56-2, M135-4Nt, 61g, 610-2) демонстрировали активный рост при более высоких концентрациях соли – 50 и 70 г/л NaCl. В присутствии соли – 100 г/л и выше – не был выявлен рост исследуемых бактерий на БК.

В рамках настоящего исследования у 14 деструкторов БК (штаммов BBL18, BNL26, BNL3-2, BFL1, PD13-5, NDT13, BBL22, NDT27, D2, 610-2, 61g, NDT21, NDT31, NDT28) проведено секвенирование и анализ почти полного гена 16S рРНК (1350–1418 п.н.). Штаммы SMB56, M56-2, M135‑4Nt, SMB61, TC193 и TC195 были идентифицированы на основе анализа гена 16S рРНК впервые. Сравнение нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК исследуемых бактерий (длиной 915–1418 п.н.) и типовых штаммов рода Halomonas (http://www.ezbiocloud.net) показало, что активные деструкторы бензоата филогенетически близки с видами: H. alkaliantarctica, H. alkaliphila, H. neptunia, H. olivaria, H. sulfidaeris, H. ta-eanensis, H. titanicae, H. ventosae и H. radices. Шесть штаммов сходны на уровне 99.24–100% с морским штаммом H. titanicae BH1T (Sanchez-Porro et al., 2010). Четыре штамма близкородственны (99.29–100% сходства по гену 16S рРНК) H. taeanensis DSM 16463T (Lee et al., 2005), пять штаммов имели 99.62–99.85% сходства по гену 16S рРНК с H. alkaliantarctica CRSST, выделенным из соленого озера в Антарктике (Poli et al., 2007). Другие штаммы наибольшее сходство (на уровне 99.02–100%) имели с видами H. olivaria (99.93–100%, штаммы NDT21, NDT31), H. ventosae (99.06–99.42%, штаммы 610-2, PMK3), H. neptunia (99.57%, штамм NDT28), H. sulfidaeris (99.02%, штамм M135-4Nt), H. alkaliphila (99.79%, штамм M56-2). Следует отметить, что штамм 61g, изолированный из донных отложений рассолосборника на территории разработок ВМКМС, по гену 16S рРНК (размер анализируемой последовательности 1408 п.н.) имел низкий уровень сходства (98.41%) с ближайшим типовым штаммом H. radicis EAR18T (Navarro-Torre et al., 2020) и может представлять новый таксон в семействе Halomonodaceae. На рис. 1 показано положение исследуемых штаммов с близкородственными типовыми штаммами рода Halomonas на филогенетическом дереве, построенном с использованием метода “neighbor-joining”.

Рис. 1.

Положение исследуемых штаммов рода Halomonas на филогенетическом дереве, построенном на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 16S рРНК с использованием метода “neighbor-joining”. Эволюционные расстояния рассчитаны с использованием метода “Jukes-Cantor”. Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления, установленная с помощью “bootstrap”-анализа 1000 альтернативных деревьев (приведены значения выше 50%). Масштаб соответствует 5 нуклеотидным заменам на каждые 1000 нуклеотидов. В скобках указаны номера в базе данных GenBank.

Разнообразие генов benA бактерий рода Halomonas. В результате проведения амплификации гена benA, кодирующего α-субъединицу бензоат 1,2-ДО, было установлено, что у всех 22 исследуемых штаммов-деструкторов рода Halomonas, в том числе у H. taeanensis DSM 16463T, присутствует ген benA. Для секвенирования и анализа нуклеотидных последовательностей benA-генов были отобраны ампликоны, полученные с ДНК-матриц 12 штаммов разной видовой принадлежности (табл. 2). На основании сравнения амплифицированных фрагментов benA-генов с гомологичными последовательностями из базы данных GenBank установлено, что наибольшее сходство, на уровне не выше 97.28%, сравниваемые последовательности имели с генами α-субъединиц бензоат 1,2-ДО, 2-хлорбензоат 1,2-ДО и белка, содержащего кластер Риске, бактерий рода Halomonas (табл. 2). При анализе последовательностей benA-генов штаммов BBL18, M135-4Nt и H. taeanensis DSM 16463T было выявлено сходство с генами бензоат/толуат 1,2-ДО (на уровне 83.82–82.04%) и бензоат 1,2-ДО (80.87 и 82.25%, штаммы BBL18 и H. taeanensis DSM 16463T) штамма рода Chromohalobacter (С. salexigens 40a_TX). Более низкое сходство исследуемых benA-генов, не превышающее 80.54% (у штамма Marinobacter hydrocarbonoclasticus ATCC 49840Т, класс Cammaproteobacteria), было выявлено с benA и гомологичными генами других представителей класса Cammaproteobacteria, а также штаммами классов Betaproteobacteria, Alphaproteobacteria и Actinobacteria (табл. 3).

Таблица 2.

Сравнение нуклеотидных последовательностей benA-генов штаммов рода Halomonas с гомологичными последовательностями из базы данных GenBank

Штаммы Гомологичные гены в GenBank Номер GenBank Сходство, % Место выделения Ссылка
NDT28
M56-2
M125-1
M135-4Nt
PD13-5
8CN1-1
BBL18
BBL22 		Ген α-субъединицы 2-галобензоат 1,2-ДО, Halomonas sp. KO116 CP011052 92.15
94.67
94.46
93.32
94.03
93.39
95.50
93.66 		Водная поверхность Средиземного моря, дельта Нила, Египет O’Dell et al., 2015
Ген α-субъединицы 2‑галобензоат 1,2-ДО, H. titanicae GPM3 CP054580 91.88
94.46
94.46
93.50
94.03
93.39
95.09
94.08 		Красные водоросли Pyropiatenera, Южная Корея Н.д.
Ген, кодирующий белок c кластером Риске [2Fe-2S], Halomonas sp. PA16-9 CP040451 91.88
94.68
94.66
93.91
94.24
92.98
93.87
91.97 		Донные отложения, Тихий океан Н.д.
benA, H. sulfidaeris SST4 QNTU01000040 92.15
94.01
94.46
93.70
94.03
93.80
95.30
92.60 		Морские отложения, Антарктида Abdel-Mageed et al., 2020
benA, Halomonas sp. HL-93 LJST01000014 Н.д.
87.58
87.01
86.50
86.60
85.42
87.63
Н.д. 		Микробный мат гиперсоленого озера, США Nelson et al., 2015
Ген α-субъединицы бензоат/толуат-1,2-ДО,
H. ventosae CECT 5797T		 SNZJ01000041 86.70
88.99
89.63
89.08
89.60
88.02
88.64
Н.д. 		Засоленная почва, Испания Н.д.
Ген α-субъединицы бензоат/толуат-1,2-ДО,
H. ventosae USBA 854 		PVTM01000013 91.02
90.00
90.59
90.42
90.00
92.94
91.02
Н.д. 		Соленый источник, Анды, Колумбия Н.д.
DSM16463T
NDT27
D2
DR1
SMB56
610-2 		benA, H. aestuarii Hb3 CP018139 89.48
89.00
89.38
89.32
88.91
88.71 		Солнечная солеварня, Южная Корея Н.д.
benA, H. organivorans CECT 5995T FN997646 85.92
87.68
86.74
86.86
87.37
84.70 		Засоленная почва, Южная Испания Moreno et al., 2011
Ген, кодирующий белок, содержащий кластер Риске 2Fe-2S, Halomonas sp.
BM-2019 		CP071922 86.56
88.38
87.90
87.82
87.03
86.34 		Озерная вода, Танзания Н.д.
benA, H. sulfidaeris SST4 QNTU01000040 82.85
84.06
83.44
83.54
83.92
Н.д. 		Морские отложения, Антарктида Abdel-Mageed et al., 2020
Ген α-субъединицы бензоат/толуат-1,2-ДО,H. ventosae CECT 5797T SNZJ01000041 Н.д.
89.00
88.96
88.89
88.49
90.44 		Засоленная почва, Испания Н.д.
Ген α-субъединицы бензоат/толуат-1,2-ДО,H. ventosae USBA 854 PVTM01000013 Н.д.
90.80
89.66
89.66
90.59
89.66 		Соленый источник, Анды, Колумбия Н.д.
Ген α-субъединицы бензоат/толуат-1,2-ДО, H. taeanensis BH539T FNCI01000003 100
97.28
94.86
94.83
97.28
83.98 		Солнечная солеварня, Корея Н.д.

Примечание. “Н.д.” – нет данных.

Таблица 3.

Сравнение нуклеотидных последовательностей benA-генов штаммов рода Halomonas (сем. Halomonadaceae, класс Gammaproteobacteria) с гомологичными ближайшими последовательностями бактерий других таксонов (BLAST-анализ)*

Штамм Гомологичные гены в GenBank Класс Номера
GenBank** 		Сходство,
%
M135-4Nt Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Chromohalobacter salexigens 40a TX γ-Proteobacteria QGTY01000001/ PWW42699 82.18
Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Marinobacter hydrocarbonoclasticus ATCC 49840Т γ-Proteobacteria FO203363/ CCG93781 80.54
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Pseudomonas sp. DTU12.1 γ-Proteobacteria CP045254/
QHG23773 		80.25
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Oceanimonas sp. GK1 γ-Proteobacteria CP003171/
AEY00109 		79.21
benA, Pseudogulbenkiania sp. NH8B β-Proteobacteria AP012224/
BAK76567 		77.50
benA, Polaromonas naphthalenivorans CJ2Т β-Proteobacteria CP000529/
ABM37421 		77.41
BBL18 Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Chromohalobacter salexigens 40a_TX γ-Proteobacteria QGTY01000001/ PWW42699 83.82
benA, Chromohalobacter salexigens 40a TX γ-Proteobacteria QGTY01000032/ PWW32861 80.87
Ген, кодирующий белок c кластером Риске [2Fe-2S], Pseudomonas sp. DTU12.1 γ-Proteobacteria CP045254/
QHG23773 		79.47
Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Marinobacter hydrocarbonoclasticus ATCC 49840Т γ-Proteobacteria FO203363/
CCG93781 		78.31
Ген бензол 1,2-ДО, Zobellella denitrificans F13-1 γ-Proteobacteria CP012621/
ATG72450 		78.12
Ген бензол 1,2-ДО, Kocuria palustris MU14/1 Actinobacteria CP012507/
ALB03862 		77.92
benA, Rhodococcus opacus KT112-7 Actinobacteria CP072193/
Н.д. 		77.51
benA, Pseudarthrobacter sp. NIBRBAC000502771 Actinobacteria CP041187/
QDG62019 		77.44
Ген, кодирующий белок c кластером Риске [2Fe-2S], Oceanimonas sp. GK1 γ-Proteobacteria CP003171/
AEY00109 		77.18
Ген 2-галобензоат 1,2-ДО, Serratia rubidaea NCTC10848 γ-Proteobacteria LS483492/
SQJ16490 		76.76
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Comamonas piscis BIGb0172 β-Proteobacteria CP058554/
QMV73311 		76.53
benA, Rhizobium leguminosarum bv. trifolii 22B α-Proteobacteria CP050092/
QIO68893 		76.12
benA, Citricoccus sp. SGAir0253 Actinobacteria CP039424/
QCU78183 		75.91
610-2 Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Massilia sp. WG5 β-Proteobacteria CP012640/
ALK97586 		78.92
benA, Pseudomonas sihuiensis KCTC 32246T γ-Proteobacteria LT629797/
SDU90471 		75.95
benA, Rhodococcus sp. DMU1 Actinobacteria CP050952/
QIX52496 		75.80
Ген 2-галобензоат 1,2-ДО, Sinorhizobium americanum CCGM7 α-Proteobacteria CP013054/
APG87352 		75.00
DSM
16463T 		benA, Chromohalobacter salexigens 40a TX γ-Proteobacteria QGTY01000032/ PWW32861 82.25
Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Chromohalobacter salexigens 40a TX γ-Proteobacteria QGTY01000001/ PWW42699 82.04
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Pseudoxanthomonas spadix BD-a59 γ-Proteobacteria CP003093/
AER57629 		77.13
benA, Pseudomonas fluorescens PF08 γ-Proteobacteria CP032618/
AYG08044 		76.99
Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Marinobacter hydrocarbonoclasticus ATCC 49840Т γ-Proteobacteria FO203363/
CCG93781 		76.70
Ген бензол 1,2-ДО, Zobellella denitrificans F13-1 γ-Proteobacteria CP012621/
ATG72450 		76.23
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Aeromonas simiae A6 γ-Proteobacteria CP040449/
QFI54779 		76.16
Ген, кодирующий белок с кластером Риске [2Fe-2S], Oceanimonas sp. GK1 γ-Proteobacteria CP003171/
AEY00109 		76.01
benA, Rhizobium leguminosarum Vaf10 α-Proteobacteria CP016287/
ANP89222 		75.88
Ген бензоат/толуат 1,2-ДО, Burkholderia gladioli pv. gladioli KACC 11889 β-Proteobacteria CP022006/
ASD81778 		75.72
benA, Sphingobium wenxiniae JZ-1T α-Proteobacteria KJ620836/
AHZ46835 		75.62
benA, Achromobacter sp. AONIH1 β-Proteobacteria CP026124/
AUT46373 		75.35
Ген 2-галобензоат 1,2-ДО, Raoultella terrigena NCTC13098 γ-Proteobacteria LR131271/
VDR27448 		75.15

Примечание. “Н.д.” – нет данных. * В таблице приведены нуклеотидные последовательности, имеющие сходство c анализируемыми нуклеотидными последовательностями не меньше 75%. ** Нуклеотидные/аминокислотные последовательности.

На филогенетическом дереве (рис. 2) приведены транслированные аминокислотные последовательности (ТАП) benA-генов исследуемых деструкторов БК рода Halomonas, а также ближайших гомологичных генов представителей рода Halomonas других таксонов протеобактерий (классов Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria, Cammaproteobacteria) и актинобактерий. ТАП benA-генов штаммов семейства Halomonadaceae (родов Halomonas и Chromohalobacter) на дереве формируют отдельную филогенетическую группу, в которой четко прослеживается наличие нескольких кластеров (рис. 2). Так, наиболее многочисленный кластер включает ТАП восьми штаммов: NDT28, M56-2, M125-1, M135-4Nt, PD13-5, 8CN1-1, BBL18 и BBL22, которые филогенетически близки по гену 16S рРНК разным видам рода Halomonas (H. alkaliantarctica, H. alkaliphila, H. neptunia, H. sulfidaeris, H. titanicae, H. utahensis). BLAST-анализ геномов типовых штаммов вышеперечисленных видов показал, что гены benA в них отсутствуют. В тоже время ТАП, близкородственные этой группе генов, были выявлены в геномах двух штаммов: H. sulfidaeris SST4 (QNTU01000040) и Halomonas sp. HL-93 (LJST01000014) (рис. 2). Сравниваемые последовательности генов benA этого кластера проявляли наибольшее сходство с генами большой субъединицы бензоат/2-галобензоат 1,2-ДО и белка, содержащего кластер Риске, штаммов рода Halomonas, изолированных из морских экосистем (табл. 2, рис. 2). Аминокислотные последовательности генов benA штаммов BBL18 и BBL22 формируют отдельную ветвь с таковыми генов 2-гало(хлор)бензоат 1,2-ДО двух штаммов рода Halomonas (рис. 2).

Рис. 2.

Положение benA-генов исследуемых штаммов рода Halomonas на филогенетическом дереве, построенном на основании сравнительного анализа транслированных аминокислотных последовательностей benA-генов с использованием метода “neighbor-joining”. Эволюционные расстояния рассчитаны с использованием метода “p-distance”. Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления, установленная с помощью “bootstrap”-анализа 1000 альтернативных деревьев (приведены значения выше 50%). Масштаб соответствует 2 аминокислотным заменам на каждые 100 аминокислот. В скобках указаны номера в базе данных GenBank.

Штаммы SMB56, NDT27 и D2 (по гену 16S рРНК) являются филогенетически близкими с H. taeanensis DSM 16463T, а штамм 610-2 – с H. ventosae Al12T. Сравнительный анализ последовательностей гена benA этих штаммов и штамма H. taeanensis DSM 16463T с гомологичными последовательностями из базы данных GenBank показал наибольшее сходство с генами α-субъединицы бензоат 1,2-ДО штамма H. aestuarii Hb3, изолированного из солнечной солеварни (Южная Корея), и штамма-деструктора фенола H. organi-vorans CECT 5995T, выделенного из засоленной почвы в Южной Испании, а также с геном, кодирующим белок с кластером Риске, штамма Halomonas sp. BM-2019, изолированного из озерной воды (Танзания) (табл. 2). ТАП генов benA штаммов SMB56, NDT27, D2 (близкородственных виду H. taeanensis) и штамма 610-2 (близкородственного виду H. ventosae) на филогенетическом дереве формируют два отдельных кластера (рис. 2). Интересен факт, что при анализе геномов штаммов рода Halomonas, представленных в базе данных GenBank (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/), у типового штамма H. ventosae CECT 5797T (SNZJ01000041) и штамма H. ventosae USBA 854 (PVTM01000013) были выявлены гены α-субъединицы бензоат/толуат 1,2-ДО. Идентичность нуклеотидных последовательностей benA штамма 610-2 и выявленных в геномах штаммов H. ventosae гомологичных последовательностей составляла 89.66–90.44% (табл. 2). Транслированные аминокислотные последовательности этих генов представлены на филогенетическом дереве и входят в один кластер с benA-геном штамма 610-2 (рис. 2). Также показано, что ТАП benA штаммов SMB56, NDT27, D2 и типового штамма H. taeanensis DSM 16463T (FNCI01000003) формируют отдельную ветвь на дереве. Гомология нуклеотидных последовательностей генов b-enA этих штаммов между собой составляла 96.13–98.73%. Интересен факт, что на дереве, построенном на основе сравнения генов 16S рРНК, эти штаммы также формируют один кластер (рис. 1). Таким образом, на настоящем этапе исследований выявлено филогенетическое отличие генов benA штаммов, близкородственных видам H. taeanensis и H. ventosae, как между собой, так и с представителями других видов рода Halomonas.

Характеристика бактерий-деструкторов БК рода Chromohalobacter. Предварительный скрининг показал, что среди 52 штаммов, изолированных из разных экотопов района солеразработок (Корсакова и соавт., 2013; Olsson et al., 2017; Пьянкова и соавт., 2020), среди которых большинство (35 штаммов) близкородственны по гену 16S рРНК виду C. canadensis (сходство на уровне 99.40–99.93% с C. canadensis ATCC 43984T), 16 штаммов – виду C. japonicus (99.54–99.78% с C. japonicus 43T) и 1 штамм – виду C. beijerinckii (99.85% с C. beije-rinckii ATCC 19372T), выявлены только 2 штамма, близкородственных виду C. canadensis, способные осуществлять разложение (трансформацию) БК (табл. 1). На процесс разложения БК указывала убыль субстрата и появление темного окрашивания среды, которое нарастало в процессе культивирования штаммов в МСР с БК в присутствии 30 и 50 г/л NaCl (табл. 2). Так при инкубировании в присутствии 30 г/л NaCl штаммы в течение 5 сут демонстрировали убыль субстрата: штамм 55 – 10%, штамм В201 – 11% от первоначального количества (1 г/л) в среде. На основании имеющихся данных о метаболических путях разложения БК у бактерий (https://www.genome.jp/pathway/map00362+C00180), можно предположить, что БК окисляется до гидроксилированных ароматических метаболитов (Li et al., 2013), которые далее не разлагаются ферментными системами исследуемых штаммов и накапливаются при культивировании. Для идентификации продуктов разложения БК требуются дополнительные исследования. Результаты наших исследований показали, что типовой штамм C. canadensis DSM 6769T проявлял аналогичную реакцию при культивировании на БК в присутствии 30 г/л соли (табл. 1), при этом убыль субстрата наблюдалась на уровне 33% в течение 5 сут. Типовые штаммы C. beijerinckii DSM 7218T, C. j-aponicus CECT7219T, C. salarius CECT 5903T не осуществляли деструкцию (трансформацию) БК.

В результате амплификации с использованием праймеров к гену benA (Baggi et al., 2008) и ДНК-матриц исследуемых штаммов рода Chromohalobacter не были выявлены искомые нуклеотидные последовательности (benA-гены). На основании проведенных экспериментов можно предположить, что в трансформации БК у исследуемых штаммов рода Chromohalobacter задействованы ферментные системы, отличные от “классического” пути разложения БК бактериями (Li et al., 2013). Анализ генома C. canadensis DSM 6769T показал отсутствие benA-генов, что подтверждает это предположение. В результате поиска benA-генов в базах данных GenBank только в двух штаммах рода Chromohalobacter (C. salexigens 40a TX и Chromohalobacter sp. HS-2) обнаружены последовательности генов α-субъединицы бензоат 1,2-ДО (EU155151, Chromohalobacter sp. HS-2), α-субъединиц бензоат и бензоат/толуат 1,2-ДО (QGTY01000032 и QGTY01000001, штамм C. salexigens 40a TX) (рис. 2, табл. 3).

Таким образом, результаты исследования разнообразия бактерий-деструкторов БК семейства Halomonadaceae в микробных сообществах района промышленных разработок Верхнекамского месторождения солей (Пермский край) показали, что среди всего массива выделенных и охарактеризованных представителей семейства (родов Halomonas, Chromohalobacter, Salinicola, Kushneria) активные деструкторы БК выявлены в группе бактерий рода Halomonas. Штаммы-деструкторы были филогенетические близки видам: H. alkaliantarctica, H. neptunia, H. olivaria, H. taeanensis, H. titanicae, H. ventosae, H. radices и H. utahensis, для представителей которых ранее не была описана способность разлагать БК. Установлено, что выявленные штаммы рода Halomonas способны использовать БК в качестве единственного источника углерода и энергии при росте в минеральной среде в присутствии 30–70 г/л хлорида натрия. Известно, что промышленная территория района солеразработок характеризуется наличием большого количества органических загрязнителей, в том числе различных моно- и полиароматических соединений, и высоким содержанием солей (Бачурин, Одинцова, 2009; Корсакова и соавт., 2013). Наши исследования показали, что галофильные бактерии рода Halomonas способны разлагать БК и, соответственно, участвовать в процессах деградации ароматических поллютантов в составе уникальных микробных сообществ, сформировавшихся в этом промышленном регионе. Впервые у представителей рода Halomonas (выделенных из района ВМКМС) показано разнообразие генов (benA), участвующих на начальном этапе окисления БК. Анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей benA-генов показал, что наибольшее сходство они имеют с гомологичными последовательностями представителей рода Halomonas и рода Chromohalobacter (табл. 2,  3, рис. 2). На филогенетическом дереве транслированные аминокислотные последовательности be-nA-генов бактерий семейства Halomonadaceae формируют самостоятельный кластер, уровень гомологии нуклеотидных последовательностей benA представителей этой группы составляет 95.50–80.87%. Аминокислотные последовательности benA-генов представителей других таксонов протеобактерий и актинобактерий располагаются на дереве отдельно от группы “Halomonadaceae” (рис. 2). Выделение benA-генов семейства Halomonadaceae в отдельную группу вызывает интерес для возможности их использования в качестве филогенетического маркера, который может быть востребован для изучения разнообразия и функционирования деструкторов БК, в частности, бактерий родов Halomonas, Chromohalobacter. Кроме того, охарактеризованные в рамках настоящей работы галофильные бактерии-деструкторы БК имеют практический интерес для использования их при создании новых биотехнологий восстановления и мониторинга засоленных почв, загрязненных токсичными органическими соединениями.

Список литературы

  1. Ананьина Л.Н., Алтынцева О.В., Плотникова Е.Г. Изучение сообщества микроорганизмов, выделенного из района солеразработок // Вестн. Пермского ун-та. Серия: биология. 2005. Вып. 6. С. 109–114.

  2. Anan’ina L.N., Altyntzeva O.V., Plotnikova E.G. The study of microbial community isolated from the region of salt mining // Bull. Perm Univ. Biology. 2005. Iss. 6. P. 109–114.

  3. Бачурин Б.А., Одинцова Т.А. Отходы горно-обогатительного производства как источники эмиссии органических поллютантов // Горный информационно-аналитический бюллетень. 2009. № 7. С. 374–380.

  4. Bachurin B.A., Odintsova T.A. Wastes from mining and processing industry as sources of emission of organic pollutants // Mining informational and analytical bulletin. 2009. № 7. P. 374–380.

  5. Корсакова Е.С., Ананьина Л.Н., Назаров А.В., Бачурин Б.А., Плотникова Е.Г. Разнообразие бактерий семейства Halomonadaceae района разработок Bерхнекамского месторождения солей // Микробиология. 2013. Т. 82. С. 247–250.

  6. Korsakova E.S., Anan’ina L.N., Nazarov A.V., Bachurin B.A., Plotnikova E.G. Diversity of bacteria of the family Halomonadaceae at the mining area of the Verkhnekamsk salt deposit // Microbiology (Moscow). 2013. V. 82. P. 249–252.

  7. Пьянкова А.А., Усанина Д.И., Алеев В.С., Блинов С.М., Плотникова Е.Г. Характеристика бактерий, выделенных из рудника Верхнекамского месторождения солей (Пермский край) // Вестн. Пермского ун-та. Серия: биология. 2020. № 4. С. 312–320.

  8. Pyankova A.A., Usanina D.I., Aleev V.S., Blinov S.M., Plotnikova E.G. Characteristics of bacteria isolated from the miner of the Verkhnekamsky salt deposit (Perm krai) // Bull. Perm Univ. Biology. 2020. № 4. P. 312–320.

  9. Ястребова О.В., Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г. Бактерии-деструкторы фталатов, выделенные из района промышленной добычи и переработки калийно-магниевых солей (г. Березники, Пермский край) // Пр-икл. биохимия и микробиология. 2019. Т. 55. С. 378–385.

  10. Yastrebova O.V., Pyankova A.A., Plotnikova E.G. Phthalate-degrading bacteria isolated from an industrial mining area and the processing of potassium and magnesium salts // Appl. Biochem. Microbiol. (Moscow). 2019. V. 55. P. 397–404.

  11. Abdel-Mageed W.M., Lehri B., Jarmusch S.A., Miranda K., Al-Wahaibi L.H., Stewart H.A., Jamieson A.J., Jaspars M., Karlyshev A.V. Whole genome sequencing of four bacterial strains from South Shetland Trench revealing biosynthetic and environmental adaptation gene clusters // Mar. Genomics. 2020. V. 54. P. 100782.

  12. Baggi G., Bernasconi S., Zangrossi M., Cavalca L., Vincenza A. Co-metabolism of di- and trichlorobenzoates in a 2-chlorobenzoate-degrading bacterial culture: Effect of the position and number of halo-substituents // Int. Biodeter. Biodegr. 2008. V. 62. P. 57–64.

  13. Csonka L.N., O’Connor K., Larimer F., Richardson P., Lapidus A., Ewing A.D., Goodner B.W., Oren A. What we can deduce about metabolism in the moderate halophile Chromohalobacter salexigens from its genomic sequence // Adaptation to Life at High Salt Concentrations in Archaea, Bacteria, and Eukarya / Eds. Gunde-Cimerman N., Oren A., Plemenitas A. Springer: Dordrecht, 2005. P. 267–285.

  14. de la Haba R.R., Arahal D.R., Sánchez-Porro C., Ventosa A. The Family Halomonadaceae // The Prokaryotes / Eds. Rosenberg E., DeLong E.F., Lory S., Stackebrandt E., Thompson F. Heidelberg: Springer, 2014. P. 325–360.

  15. Fathepure B.Z. Recent studies in microbial degradation of petroleum hydrocarbons in hypersaline environments // Front. Microbiol. 2014. V. 5. P. 173.

  16. García M.T., Ventosa A., Mellado E. Catabolic versatility of aromatic compound-degrading halophilic bacteria // FEMS Microbiol. Ecol. 2005. V. 54. P. 97–109.

  17. Kim D., Kim S.W., Choi K.Y., Lee J.S., Kim E. Molecular cloning and functional characterization of the genes encoding benzoate and p-hydroxybenzoate degradation by the halophilic Chromohalobacter sp. strain HS-2 // FEMS Microbiol. Lett. 2008. V. 280. P. 235–241.

  18. Lane D.J. 16S/23S rRNA sequencing // Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics / Eds. Stackebrandt E., Goodfellow M. N.Y.: John Wiley and Sons, 1991. P. 115–175.

  19. Le Borgne S., Paniagua D., Vazquez-Duhalt R. Biodegradation of organic pollutants by halophilic bacteria and archaea // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2008. V. 15. P. 74–92.

  20. Lee J.C., Jeon C.O., Lim J.M., Lee S.M., Lee J.M., Song S.M., Park D.J., Li W.J., Kim C.J. Halomonas taeanensis sp. nov., a novel moderately halophilic bacterium isolated from a solar saltern in Korea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 2027–2032.

  21. Li M., Yi P., Liu Q., Pan Y., Qian G. Biodegradation of benzoate by protoplast fusant via intergeneric protoplast fusion between Pseudomonas putida and Bacillus subtili // Int. Biodeter. Biodegr. 2013. V. 85. P. 577–582.

  22. Monzón G.C., Nisenbaum M., Seitz M.K.H., Murialdo S.E. New findings on aromatic compounds' degradation and their metabolic pathways, the biosurfactant production and motility of the halophilic bacterium Halomonas sp. KHS3 // Curr. Microbiol. 2018. V. 75. P. 1108–1118.

  23. Moreno M., Sánchez-Porro C., Piubeli F., Frias L., García M.T., Mellado E. Cloning, characterization and analysis of cat and ben genes from the phenol degrading halophilic bacterium Halomonas organivorans // PLoS One. 2011. V. 6. P. e21049.

  24. Navarro-Torre S., Carro L., Rodriguez-Llorente I.D., Pajuelo E., Caviedes M.A., Igual J.M., Klenk H.P., Montero-Calasanz M.D.C. Halomonas radicis sp. nov., isolated from Arthrocnemum macrostachyum growing in the Odiel marshes (Spain) and emended descriptions of Halomonas xinjiangensis and Halomonas zincidurans // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2020. V. 70. P. 220–227.

  25. Nelson W.C., Maezato Y., Wu Yu-W., Romine M.F., Lindemann S.R. Identification and resolution of microdiversity through metagenomic sequencing of parallel consortia // Appl. Environ. Microbiol. 2015. V. 82. P. 255–267.

  26. O’Dell K.B., Woo H.L., Utturkar S., Klingeman D., Brown S.D., Hazen T.C. Genome sequence of Halomonas sp. strain KO116, an ionic liquid-tolerant marine bacterium isolated from a lignin-enriched seawater microcosm // Genome Announc. 2015. V. 3. P. e00402-15.

  27. Oie C.S., Albaugh C.E., Peyton B.M. Benzoate and salicylate degradation by Halomonas campisalis, an alkaliphilic and moderately halophilic microorganism // Water Res. 2007. V. 41. P. 1235–1242.

  28. Olsson B.E., Korsakova E.S., Anan’ina L.N., Pyankova A.A., Mavrodi O.V., Plotnikova E.G., Mavrodi D.V. Draft genome sequences of strains Salinicola socius SMB35T, Salinicola sp. MH3R3-1 and Chromohalobacter sp. SMB17 from the Verkhnekamsk potash mining region of Russia // Stand. Genomic Sc. 2017. V. 12. P. 39.

  29. Parales R.E., Resnick S.M. Aromatic ring hydroxylating dioxygenases // Pseudomonas / Eds. Ramos J.L., Levesque R.C. Boston: Springer, 2006. P. 287–340.

  30. Poli A., Esposito E., Orlando P., Lama L., Giordano A., de Appolonia F., Nicolaus B., Gambacorta A. Halomonas alkaliantarctica sp. nov., isolated from saline Lake Cape Russell in Antarctica, an alkalophilic moderately halophilic, exopolysaccharide-producing bacterium // Syst. Appl. Microbiol. 2007. V. 30. P. 31–38.

  31. Raymond R.L. Microbial oxidation of n-paraffinichydrocarbons // Develop. Ind. Microbiol. 1961. V. 2. P. 23–32.

  32. Rosenberg A. Pseudomonas halodurans sp. nov., a halotole-rant bacterium // Arch. Microbiol. 1983. V. 136. P. 117–123.

  33. Sanchez-Porro C., Kaur B., Mann H., Ventosa A. Halomonas titanicae sp. nov., a halophilic bacterium isolated from the RMS Titanic // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2010. V. 60. P. 2768–2774.

  34. Short Protocols in Molecular Biology. 3rd ed. / Eds. Ausbel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. N.Y.: John Wiley & Sons, 1995. 450 p.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Микробиология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал