Микробиология, 2023, T. 92, № 1, стр. 31-41

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Условия выращивания и перевод А. рlatensis в состояние ангидробиоза. Объектом исследования служила культура Arthrospira (Spirulina) platensis (Nordstedt) Gomont (штамм IBBS–31) из коллекции отдела биотехнологии и фиторесурсов ФИЦ ИнБЮМ РАН. Цианопрокариоты выращивались в режиме накопительного культивирования при постоянном круглосуточном освещении и автоматическом перемешивании с использованием насоса для удаления избытка кислорода из среды и равномерного прогрева всего слоя питательного раствора культуры. Барботировали атмосферным воздухом с общей скоростью подачи 1.42 л мин^–1, что составляло 0.35 л мин^–1 л^–1 культуры. Интенсивность света на поверхности раствора культуры составляла 10.7 кЛк, для измерения использовали прибор квантометр Li-250А (“Li-Cor”, США). Температура среды изменялась в диапазоне 20–25°С. В качестве питательной среды для А. platensis использовали среду Заррука (Faucher et al., 1979). Культиваторами служили стеклянные стаканы объемом 2 дм³; объем среды составлял 1 дм³ при высоте слоя 14–15 см.

На стационарной стадии роста трихомы А. platensis концентрировали путем их фильтрации через мельничный газ 100–105 ПЭ. Сконцентрированную культуру А. platensis промывали дистиллированной водой в соотношении 1 : 3 для полного отмывания от солей и сохранения клеточных мембран и оболочек; сохранность клеток контролировали микроскопированием. Затем полученную пасту водорослей разделяли на несколько частей и высушивали до воздушно-сухого состояния в термостате в температурном диапазоне 30–70°С в течение 24 ч при остаточной влажности 8.5–9.5%. Обезвоженные клетки цианобактерий хранили в герметично закрытых полиэтиленовых упаковках в темноте при температуре 15–20°С.

Биохимические исследования А. platensis. В работе использовали высушенную биомассу А. platensis, которая ранее была исследована в нативном состоянии, после обезвоживания и через один год хранения (Харчук, 2008). Работы с этим же образцом А. platensis были продолжены через 4- и 17-летние сроки хранения. Пробы обрабатывали по схеме комплексного химического анализа гидробионтов (Копытов и соавт., 1985). Содержание пигментов определяли спектрофотометрическими методами на приборе СФ-2000 (“ЛОМО”, Россия). Хлорофилл а (Хл а) из сухих клеток А. platensis экстрагировали 90% ацетоном; оптическую плотность полученных супернатантов регистрировали при 664 и 647 нм. Каротиноиды (КР) оценивали в суммарной вытяжке пигментов А. рlatensis по поглощению в области 480 нм (Rowan, 1989). Массовую долю белка в цианобактериях определяли по методике Лоури (Lowry et al., 1951). Количество свободных нуклеотидов (СН), РНК и ДНК определяли спектрофотометрическим методом (Спирин, 1958). Общее содержание липидов находили спектрофотометрическим методом с фосфованилиновым реактивом. Определение углеводов проводили с помощью L-триптофанового реактива (Агатова, 2004). С-фикоцианин экстрагировали дистиллированной водой, его содержание рассчитали по формуле, приведенной в работе (Геворгиз, Нехорошев, 2017). Показатели биохимического состава выражали в процентах в пересчете на сухую массу (СМ). Остаточную влажность определяли стандартным методом доведения до постоянного веса.

Подготовка суспензии А. рlatensis для микроскопических исследований и оценки вклада бактериальной составляющей. Чтобы минимизировать внешнее загрязнение, все используемые растворы (фиксаторы, стерильную питательную среду Заррука, химические реагенты) непосредственно перед работой фильтровали через мембранные фильтры с диаметром пор 0.2 мкм (“Sartorius”, Германия). Для размачивания А. platensis использовали стерильные пластиковые пробирки, в которые помещали навеску цианобактерий (0.01–0.05 г) и добавляли 3 мл стерильной среды Заррука, разбавленной дистиллированной водой, в соотношении (1 : 2), по методике, описанной ранее (Харчук, 2015). Через 60 мин экспозиции при комнатной температуре аликвоту суспензии клеток А. platensis фиксировали в течение 60 мин глутаровым диальдегидом до конечной концентрации 2.5% и использовали для микроскопических исследований ассоциированной микрофлоры с помощью сканирующего электронного микроскопа (СЭМ) и расчета вклада бактерий в биомассу А. platensis методом взвешиваний. Остальную суспензию продолжали реактивировать в течение 30 сут с ежедневным определением жизнеспособности клеток (см. следующий раздел).

Определение жизнеспособности А. platensis. Выявление живых и мертвых клеток цианобактерий осуществляли с помощью светового микроскопа Carl Zeiss (“Axiostar plus”, Германия), снабженного камерой (“Сanon А 620”, Япония) при увеличении от ×200 до ×630 методом дифференциального окрашивания клеток метиленовым синим (Сиренко, 1975). Одновременно учитывали общее количество реактивируемых клеток и определяли долю клеток, сохранивших жизнеспособность (под жизнеспособностью подразумевали способность А. platensis эндогенно поглощать краситель). Результаты интерпретировали по методике Мейселя (Мейсель и соавт., 1961), адаптированной авторами для цианобактерий.

Определение доли бактерий в культуре А. рlatensis методом взвешиваний. Суспензию клеток сразу после размачивания и фиксирования (контроль), осаждали на предварительно доведенные до постоянного веса нитроцеллюлозные фильтры с диаметром пор 0.2 мкм (фильтры и воронки “Sartorius”, Германия). Параллельно аликвоту суспензии, для более полного извлечения микрофлоры из суспензии цианобактерий, подвергали физико-химической обработке (Lunau et al., 2005; Kallmeyer et al., 2008; Rylkova et al., 2019). Для этого суспензию обрабатывали метанолом (конечная концентрация в пробе 10%), выдерживали в ультразвуковой установке (Unitra unima 01SZTYN UM-4, VA140, V220, Hz50) в течение 15 мин при 35°С, встряхивали c помощью вортекса (Microspin FV-2400, “Biosan”, Латвия) в течение 1 мин и центрифугировали (ОПн-3У4.2, “ДАСТАН”, Кыргызская Республика) в течение 10 мин при 900 g. Супернатант использовали для исследования с помощью СЭМ (см. ниже), а осадок трижды промывали стерильной средой Заррука и центрифугировали (Lunau et al., 2005; Kallmeyer et al., 2008; Rylkova et al., 2019). При такой обработке бактериальная составляющая оставалась в супернатанте, а полученный осадок с клетками А. рlatensis, свободный от сопутствующей микрофлоры, отфильтровывали на предварительно доведенные до постоянного веса нитроцеллюлозные фильтры с диаметром пор 0.2 мкм. После фильтрации всех образцов их просушивали в сушильном шкафу (2B-151, Украина) при температуре 105°С в течение 24 ч и вновь взвешивали (Sartorius L220S, “Sartorius”, Германия). По разнице между контролем и осадками, подвергшимся физико-химической обработке, определяли вклад бактерий в биомассу А. рlatensis.

Морфологические исследования клеток бактерий. При подготовке образцов для сканирующего электронного микроскопа (СЭМ) аликвоту (0.5–2 мл) надосадочной жидкости после физико-химической обработки (см. выше) пробы из реактивированной культуры А. рlatensis концентрировали на поликарбонатный фильтр с диаметром пор 0.2 мкм (“ОИЯИ”, Россия). Далее проводили дегидратацию, используя серию разведений этанола: 20, 30, 50, 75, 96, 100% (Bratbak et al., 1993). Для сушки образцов в критической точке (1.5–2.5 ч) использовали устройство Leica EM CPD300 (Германия). Для напыления (Au/Pd; 0.5–1.0 мин) применяли прибор Leica EM ACE200 (Германия). Просматривали образцы с помощью сканирующего электронного микроскопа Hitachi SU3500 (Япония) при увеличении от ×5000 до ×35 000. На 40 случайно выбранных полях зрения определяли линейные размеры (длина, ширина, диаметр) 300 бактериальных клеток и процент встречаемости каждой из морфологических групп. Размеры бактерий по микрофотографиям определяли с помощью программы ImageJ 1.50i (National Institutes of Health, США, Java 1.6.0_20 (32-bit)). Объем кокков рассчитывали по формуле объема шара, объем палочек и извитых форм определяли по формуле объема цилиндра.

Статистический анализ проводили в пакете STATISTICA (data analysis software system), версия 10 (“StatSoft, Inc.”, www.statsoft.com), построение графиков – в программах SigmaPlot 10.0 (“SYSTAT Software, Inc.”) и Grapher 8 (“Golden Software, Inc.”). Полученные данные обработаны с использованием параметрических критериев и представлены в виде средней арифметической (М) из пяти повторностей (n), стандартной ошибке среднего (mM); доверительного интервала (CI); статистическую значимость различий оценивали по t-критерию Стьюдента (p < 0.05).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Микроскопические исследования культуры Arthrospira platensis. Показано, что в первые часы реактивации через 17 лет хранения A. platensis в обезвоженном состоянии преобладали внешне неповрежденные клетки цианобактерий (рис. 1а). При увеличении времени реактивации обнаружено увеличение доли клеток с разрушающимся пигментом (рис. 1б). Через 30 сут после начала эксперимента мы наблюдали доминирование клеток с разрушенным содержимым, но сохранивших трихомы (рис. 1в). Применение к этим же образцам A. platensis адаптированной классификации Мейселя (1961) показали наличие необратимо поврежденных и мертвых клеток: 65.8 и 34.2% соответственно (рис. 2).

Рис. 1.

Исследование культуры A. platensis после 17-ти лет хранения с помощью световой микроскопии: а – сразу после реактивации; б – 3 сут эксперимента; в – 30 сут эксперимента. Масштабная линейка ‒ 10 мкм.

Рис. 2.

Содержание клеток различных групп в культуре А. рlatensis на различных сроках хранения в состоянии ангидробиоза (приведены данные при температуре обезвоживания 60°С): I – неповрежденные или слегка поврежденные клетки; II – сильно поврежденные; III – необратимо поврежденные; IV – мертвые клетки. Данные по пробам после 1 и 4 года хранения приведены по (Харчук, 2007), 17 лет хранения – данные настоящего исследования.

Ранее было обнаружено, что в этих же пробах после 1 года хранения доминировали неповрежденные или слегка поврежденные клетки, способные к делению (I группа); их доля составляла 76.6%. На необратимо поврежденные клетки, продолжающие осуществлять нарушенный обмен веществ, быстро восстанавливающие свои нативные размеры и переходившие к репарации поврежденных клеточных структур (III группа), приходилось 16%. Такое восстановление было длительным (до 30 сут), однако к делению клетки не переходили и постепенно разрушались. На долю мертвых клеток (IV группа) приходилось 7.4% (Харчук, 2007) (рис. 2). Через 4 года хранения произошло значительное перераспределение вкладов клеток различных групп: содержание I группы снизилось в 1.6 раза и составило 48.6%; появились клетки II группы (11.4%), сильно поврежденные, медленно восстанавливающие функции, но способные к делению; увеличился вклад клеток III группы в 1.5 раза (24.6%) и IV группы в 2 раза (15.4%) (Харчук, 2007) (рис. 2).

Содержание биохимических соединений в клетках А. рlatensis. Ранее установлено, что в нативной пробе А. рlatensis, перед ее обезвоживанием и закладкой на хранение, содержание основных биохимических показателей составляло: 58, 14.8 и 17.3% соответственно, для белков, липидов и суммарных углеводов. Количество пигментов составляло 1.8 и 0.6% (для хлорофилла а и каротиноидов), свободных нуклеотидов – 4.7%, ДНК – 0.13% и РНК – 2.5%. Сразу после обезвоживания А. рlatensis количество белка, суммарных углеводов, пигментный состав и содержание ДНК практически не менялись, для липидов и свободных нуклеотидов обнаружено небольшое снижение, а для белка и РНК – увеличение содержания. Через 1 год хранения отмечено стабильное содержание белка и углеводов, незначительное снижение остальных показателей, за исключением содержания ДНК и РНК. Однако все величины для этих периодов по сравнению с нативной пробой были статистически незначимы (парный t-тест, р > 0.05) (Харчук, 2008) (рис. 3).

Рис. 3.

Биохимический состав А. рlatensis (% от сухой биомассы) при температуре обезвоживания 60°С. НК – суммарные нуклеиновые кислоты; СН – свободные нуклеотиды; СУВ – суммарные углеводы. Данные по нативной, обезвоженной пробам и после 1 года хранения приведены по (Харчук, 2008), через 4 года, 17 лет хранения – данные настоящего исследования.

Установлено, что обезвоживание цианобактерий с целью сохранения их в жизнеспособном состоянии необходимо проводить в температурном диапазоне 30–60°С (Харчук, 2015, 2018). В данном исследовании для всех биохимических показателей А. рlatensis отсутствовала достоверная разница при температуре обезвоживания 30 и 60°С (парный t-тест, р > 0.05). При сравнении биохимических показателей, полученных для разных сроков хранения, мы ориентировались на оптимальную температуру сушки 60°С и установленную остаточную влажность для исследуемых образцов 8.5–9.5%.

По сравнению с обезвоженной пробой (рис. 3) для образцов А. рlatensis после 4-х и 17-ти лет хранения обнаружено недостоверное снижение содержания белка (с 61.2 ± 0.8 до 55.3 ± 1.2%), суммарных углеводов (с 15.6 ± 0.3 до 13.0 ± 0.4%) и свободных нуклеотидов (с 2.6 ± 0.02 до 1.8 ± ± 0.15%); во всех случаях парный t-тест, р > 0.05.

Количество липидов за этот период снизилось в 8.3 раза с 11.0 ± 0.03 до 1.3 ± 0.11%, хлорофилла а ‒ почти втрое (с 1.3 ± 0.01 до 0.46 ± 0.02%), каротиноидов – в четыре раза (с 0.12 ± 0.01 до 0.03 ± 0.002%). Во всех случаях различия были достоверными (парный t-тест, р < 0.05) (табл. 1, рис. 3).

Фикобилипротеины (ФБП) А. platensis, входящие в пул белковых веществ, были представлены С-фикоцианином (С-ФК) и аллофикоцианином (АФЦ) (Стадничук, 1990). При длительном хранении нами отмечена деструкция С-ФК (снижение содержания с 2.0 ± 0.15 до 1.4 ± 0.07%) и почти полное разрушение АФЦ (с 0.05 ± 0.01% до 0.03 ± 0.01%) (табл. 1).

Количество ДНК возрастало с 0.11 ± 0.005 до 0.16 ± 0.03%, а РНК достоверно увеличивалось в 7.9 раз, с 3.1 ± 0.05 до 24.0 ± 1.41% (парный t-тест, р < 0.05). Необходимо отметить, что данные по содержанию нуклеиновых кислот для клеток А. рlatensis немногочисленны, однако известно, что количество РНК в 3–4 раза больше, чем ДНК (Ciferri, 1983). Величины всех биохимических показателей A. platensis, сохраняемой 4 года и 17 лет в состоянии ангидробиоза, представлены в табл. 1.

Таким образом, через 4 года хранения образцов были выявлены значимые изменения биохимического состава цианобактерий. По сравнению с только что обезвоженной пробой, на фоне стабильного содержание белка и углеводов, обнаружено снижение величин остальных показателей в 1.2–4.5 раза; для липидов, свободных нуклеотидов и пигментов различия были достоверными (парный t-тест, р < 0.05) (рис. 3, табл. 1). Вероятно, этот период являлся переломным при хранении клеток в обезвоженном состоянии.

После 17-ти лет хранения в ангидробиозном состоянии (по сравнению с обезвоженной пробой; Харчук, 2008) нами зафиксированы стабильное содержание белка и суммарных углеводов; однако количество липидов снизилось на порядок, свободных нуклеотидов – в 1.4 раза; для хлорофилла и каротиноидов снижение составляло 3.8 и 18 раз соответственно (рис. 3, табл. 1). Кроме того, отмечено снижение в 4–12 раз содержания С-ФЦ, белка фотосинтетического аппарата, собирающего свет и связывающего пигменты (Liu et al., 2016); аллофикоцианин разрушился практически полностью (табл. 1) (парный t-тест, р < 0.05). Известно, что С-ФЦ чувствителен к действию протеаз, света, кислорода, влаги и температуры, то есть легко разлагается в естественном состоянии (Kannaujiya, Sinha, 2015). Соотношение С-ФЦ/АФЦ определяет перенос энергии от фикобилисом к хлорофиллу а во время фотосинтеза (Vonshak, 1997). Вероятно, полученные нами низкие величины содержания липидов и пигментов (хлорофилла а, каротиноидов, С-ФЦ, АФЦ) в клетках цианопрокариот (табл. 1, рис. 3) косвенно указывают на деструкцию пигментно-липидного комплекса.

Известно, что А. рlatensis обладает мощным потенциалом аминокислотного синтеза, поэтому уровень белка может достигать чрезвычайно высоких величин до 70–74% сухого вещества (Vonshak, 1997). Белки составляют более половины сухого вещества цитоплазматической мембраны цианопрокариот, входят в состав клеточной оболочки. Фикобилипротеины фотосинтетического аппарата (которые тоже входят в белковый пул) могут достигать 20% массы всех водорастворимых белков, выполняя при этом роль резервных веществ (Rowan, 1989; Стадничук, 1990). Однако, как указывалось выше, при длительном хранении нами обнаружены крайне низкие величины С-ФЦ, АФЦ. Вероятно, относительно высокие показатели содержания белка (55.3–61.2%) в клетках цианобактерий при длительном хранении объясняются другими факторами.

Следует отметить, что после 4-х лет хранения А. рlatensis количество РНК практически не изменилось по сравнению с только что обезвоженной пробой (Харчук, 2008), а через 17 лет наблюдалось достоверное увеличение содержания в 6.9 раз (парный t-тест, р < 0.05) (рис. 3, табл. 1). Возможно, высокие показатели содержания белка в обезвоженной биомассе цианобактерий, а также увеличение содержания РНК (обнаруженное через 17 лет) можно объяснять вкладом ассоциированной микрофлоры.

Микроскопические исследования микрофлоры, ассоциированной с культурой A. platensis. Учитывая, что исследования были выполнены на альгологически чистой, но не аксеничной культуре цианобактерий, мы предположили, что на изменение биохимических показателей и на жизнеспособность клеток A. platensis действительно могла влиять сопутствующая микрофлора.

Прямым методом взвешиваний показано, что доля микрофлоры при физико-химической обработке метанолом, ультразвуком и центрифугированием составляла 8.3 ± 4.4% (при диапазоне 3.3–11.3%).

По данным электронной микроскопии бактериальные клетки были обнаружены вне клеток А. рlatensis (рис 4а), а также в слизевом чехле (рис. 4б) и на поверхности цианобактерий (рис. 4в). В морфологической структуре микрофлоры в культуре A. platensis, реактивированной после состояния анабиоза, нами выделены 3 основные группы (табл. 2): палочковидные, округлые и извитые формы (Шлегель, 1987; Слизень и соавт., 2020). В сообществе преобладали палочковидные формы, среди которых доминировали крупные палочки (60.5%) объемом 0.33 ± 0.05 мкм³; длина клеток изменялась от 0.44 до 12.54 мкм, ширина – от 0.19 до 1.19 мкм (табл. 2, рис. 5а, 5б, 5г). Мелкие палочки объемом 0.13 ± 0.02 мкм³, длиной 0.45–2.01 мкм и шириной 0.26–0.58 мкм (рис. 5ж) встречались с частотой 14.4%. Мицелиальные формы (тонкие нити) длиной 1.08–8.49 мкм, шириной 0.13–0.25 мкм и объемом 0.11 ± 0.03 мкм³ составляли 12.4% от общего числа микроорганизмов (рис. 5а, 5в). Еще реже попадались округлые формы (кокки) (рис. 5д) диаметром 0.14–0.82 мкм, объемом 0.10 ± 0.04 мкм³ (6.5%) и извитые формы (4.4%) объемом 0.22 ± ± 0.10 мкм³ (рис. 5е). Единичными были цепочки палочек длиной 0.63–1.32 мкм, шириной 0.29–0.40 мкм и объемом 0.11–0.01 мкм³; длина таких цепочек достигала 7.38–27.06 мкм (рис. 5а).

Рис. 4.

Электронные микрофотографии сопутствующей микрофлоры в культуре А. рlatensis: а – общий вид микробиома; б – бактериальные клетки в слое слизи; в – бактерии на поверхности слизевого чехла А. рlatensis. Масштабная линейка: а – 3 мкм; б, в – 1 мкм.

Рис. 5.

Электронные микрофотографии сопутствующей микрофлоры в культуре реактивированной А. рlatensis: а – белой стрелкой обозначена крупная палочка; черной стрелкой – палочки, объединенные в цепочку; белой стрелкой с пунктирными линиями – мицелиальная форма микроорганизмов (тонкая нить); б – крупная палочка; в – мицелиальная форма; г – крупные палочки; д – кокк; е – извитая форма; ж – мелкие палочки. Масштабная линейка ‒ 1 мкм.

В среднем объем бактериальной клетки, рассчитанный по измерениям 300 клеток, составлял 0.27 ± 0.04 мкм³ (изменяясь 0.001–2.86 мкм³). Интересно отметить, что среди крупных палочек и извитых форм часто встречались клетки с выростами, предположительно, пилями (белкового происхождения) или полисахаридными тяжами (рис. 5б, 5е).

Известно, что микрофлора, связанная с культурами А. рlatensis, как правило, немногочисленна и непатогенна. Высокая щелочность культуральной среды (рН 8.5–11.0) является барьером для проникновения бактерий, дрожжей, грибов или водорослей. Некоторые вещества, выделяемые А. рlatensis или содержащиеся в ней, обладают бактерицидным или бактериостатическим действием (Falquet, Hurni, 2006). Согласно литературным данным, в культуре спирулины обычно содержится от 3 × 10⁴ до 6 × 10⁵ кл. мл^–1; в сухой биомассе спирулины ‒ от 10³ до 10⁶ жизнеспособных организмов на 1 г (Velji, Albright, 1986; Falquet, Hurni, 2006). Необходимо отметить, что подобные исследования были выполнены классическими микробиологическими методами посевов бактерий на питательные среды. По данным проточной цитометрии для культур различных микроводорослей численность бактерий составляла около 10⁵–10⁷ кл. мл^–1 (Рауэн и соавт., 2011). Нами также подтверждено наличие большого количества бактериальных клеток в суспензии реактивированной А. рlatensis (рис. 4а).

Таким образом, изменения биохимического состава (разрушение липидно-пигментного комплекса), а также показатели жизнеспособности клеток цианобактерий (большая доля мертвых и необратимо поврежденных клеток) при длительном хранении А. рlatensis в обезвоженном состоянии указывают на глобальные негативные перестройки в культуре цианобактерий. За счет разрушенных клеток А. рlatensis повышается пул органических субстратов, что может стать толчком для развития гетеротрофных микроорганизмов (Тархова, 2008; Mogale, 2016; Vardaka et al., 2016). Возможно, полученное нами достаточно стабильное содержание белка и увеличение количества нуклеиновых кислот в трихомах А. рlatensis при длительном хранении и объясняется развитием ассоциированной микрофлоры. Известно, что в процентном отношении от сухого вещества (в целом для бактериальных клеток) доля белка достигает 72–78%, количество липидов и нуклеиновых кислот составляет 1.5–3 и 8–16% соответственно (Nalage et al., 2016).

Таким образом, обилие микрофлоры, обнаруженной в культуре реактивированных цианобактерий (рис. 4а), и рассчитанный вклад бактериальной составляющей (3.3–11.3%) в биомассу спирулины указывает на то, что влияние ассоциированной микрофлоры на биохимический состав высушенной биомассы А. рlatensis при длительном ее хранении в обезвоженном состоянии нельзя игнорировать. Кроме того, контроль количества гетеротрофных бактерий в сухой биомассе А. рlatensis является отправной точкой для дальнейших исследований по выращиванию и переработке биомассы цианобактерий в коммерческих целях (Vardaka et al., 2016).

Таким образом, результаты биохимического анализа А. рlatensis, сохраняемой в состоянии ангидробиоза длительное время (4 года и 17 лет), показали, что количество белка (55.3–61.2%) и суммарных углеводов (13.0–15.6%) в целом соответствовало данным, полученным ранее при закладке этих же образцов на хранение. Содержание липидов (1.3–11.0%), свободных нуклеотидов (1.8–2.6%) и пигментов было низким (0.46–1.3 и 0.03–0.12% соответственно для хлорофилла а и каротиноидов). Отмечена деструкция С-фикоцианина до 1.4–2.0% и почти полное разрушение аллофикоцианина 0.03–0.05%, что является косвенным признаком разрушения фотосинтетической системы. Микроскопические исследования показали, что в реактивированной культуре А. рlatensis (17 лет хранения) доминировали мертвые (65.8%) и необратимо поврежденные клетки (34.3%). Количество ДНК (через 4 г. и 17 лет хранения) увеличивалось с 0.11 до 0.16%, а РНК достигало 3.1–24.0%. Вероятно, стабильное содержание белка и возрастание количества нуклеиновых кислот (особенно РНК) происходило за счет активного развития сопутствующей микрофлоры, ассоциированной с А. рlatensis. В морфологической структуре микробиома (после 17 лет хранения сухой биомассы А. рlatensis) выделены 3 основные группы (палочковидные, округлые и извитые формы), среди которых доминировали палочковидные формы. Крупные палочки составляли 60.5%, мелкие палочки, нитевидные, извитые и округлые формы (кокки) встречались реже. В среднем объем бактериальной клетки составлял 0.27 ± 0.04 мкм³; вклад бактерий в биомассу А. рlatensis изменялся от 3.3 до 11.3% (в среднем 8.3 ± 4.4%) от сухого вещества цианобактерий. Высказано предположение, что на биохимические показатели и жизнеспособность цианобактерий оказывала влияние сопутствующая микрофлора.

На основании полученных результатов показано, что хранение А. рlatensis в обезвоженном состоянии в течение 17 лет является нецелесообразным. Для длительного хранения рекомендовано использовать монокультуру цианобактерий, очищенную от сопутствующей микрофлоры и в стерильных вакуумных упаковках.