1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Молекулярная биология
  4. T. 57, № 1, 2023

Молекулярная биология, 2023, T. 57, № 1, стр. 95-97

Идентификация фрагмента стигмаспецифичной экспрессии в промоторе гена хитиназы класса I сои

C. M. Zhao a, H. Hou a, M. G. Xing b, R.-G. Xue a, *

a College of Life Sciences, Qingdao Agricultural University
266109 Qingdao, China

b Ubrigene (Jinan) Biosciences Co., Ltd
250000 Jinan, China

* E-mail: xuerengao@163.com

Поступила в редакцию 26.04.2022
После доработки 01.08.2022
Принята к публикации 23.08.2022

Полный текст (PDF)

Аннотация

Уровень экспрессии гетерологичных генов в трансгенных растениях служит важным показателем эффективности работы генов. Тонкая настройка экспрессии трансгенов ограничена небольшим репертуаром известных на данный момент эффективных промоторов. Нами клонирован и охарактеризован тканеспецифичный фрагмент промотора гена хитиназы класса I сои (GmChi1). Промотор GmChi1 (GmChi1P) клонировали из сои сорта Jungery. Последовательность промотора содержит ряд предполагаемых цис-действующих элементов, включая тканеспецифичные мотивы и мотивы, регулируемые в условиях стресса. По результатам гистохимического анализа самая высокая активность репортерного фермента β-глюкуронидазы (GUS), находящегося под контролем GmChi1P, обнаружена в корнях трансгенного растения, Nicotiana tabacum cv. NC89, на стадии формирования ростка с четырьмя листьями. Интересно, что обработка салициловой кислотой эффективно подавляла высокую активность GUS в корнях трансгенного табака. Делеционным анализом GmChi1P установлено, что последовательности, расположенные между позициями ‒719 и ‒382, содержат ключевые цис-элементы, ответственные за экспрессию репортерного гена uidA (кодирующего GUS) в листьях, корнях и местах поранения Nicotiana tabacum. Кроме того, согласно результатам флуорометрического анализа, активность укороченных промоторов: от ChiP(‒1292) до ChiP(‒719) ‒ в корнях трансгенного табака значительно подавляется абсцизовой кислотой и полностью ‒ салициловой. Обнаружено также, что промотор ChiP(‒382) экспрессируется исключительно в рыльце цветков трансгенного растения. С использованием репортерного фермента GUS не обнаружено окрашивания в других органах цветка трансгенного Nicotiana tabacum, включая чашелистики, лепестки, пыльники, нити и завязи, а также ни в одной из вегетативных тканей. Полученные результаты свидетельствуют о том, что фрагмент промотора ChiP(‒382) может быть использован в тканеспецифичной регуляции экспрессии генов и генной инженерии растений.

Ключевые слова: GmChi1, соя, промотор, трансгенные растения, Nicotiana tabacum, стигмаспецифичный промотор

Статья представлена авторами на английском языке.

Список литературы

  1. Li W., Yu D., Yu J., Zhu D., Zhao Q. (2018) Functional analysis of maize silk-specific ZmbZIP25 promoter. Int. J. Mol. Sci. 19, 822–835.

  2. Bowles D.J. (1990) Defense related proteins in higher plants. Annu. Rev. Biochem. 59, 873–907.

  3. Kenton P., Darby R.M., Shelley G., Draper J. (2000) A PR5 gene promoter from Asparagus officinalis (AoPR-T-L) is not induced by abiotic stress, but is activated around sites of pathogen challenge and salicylate in transgenic tobacco. Mol. Plant Pathol. 1, 367–378.

  4. Brown R.L., Kazan K., McGrath K.C., Maclean D.J., Manners J.M. (2003) A role for the GCC-box in jasmonate-mediated activation of the PDF1.2 gene of Arabidopsis. Plant Physiol. 132, 1020–1032.

  5. Collinge D.B., Kragh K.M., Mikkelsen J.D., Rasmussen U., Vad K. (1993) Plant chitinases. Plant J. 3, 31–40.

  6. Sticken M.B., Graham L.S. (1994) Plant chitinases. Can. J. Bot. 72, 1057–1083.

  7. Cletus J., Balasubramanian V., Vashisht D., Sakthivel N. (2013) Transgenic expression of plant chitinases to enhance disease resistance. Biotechnol. Lett. 35, 1719–1732.

  8. Abd El-Rahman S.S., Mazen M.M., Mohamed H.I., Mahmoud N.M. (2012) Induction of defence related enzymes and phenolic compounds in lupin (Lupinus a-lbus L.) and their effects on host resistance against Fusari-um wilt. Eur. J. Plant Pathol. 134, 105–116.

  9. Acharya K., Chakraborty N., Dutta A.K., Sarkar S., Acharya R. (2011) Signaling role of nitric oxide in the induction of plant defense by exogenous application of abiotic inducers. Arch. Phytopath. Plant Protect. 44, 1501–1511.

  10. Arlorio M., Ludwig A., Boller T., Bonfante P. (1992) Inhibition of fungal growth by plant chitinases and β-1,3-glucanases. Protoplasma. 171, 34–43.

  11. Veluthakkal R., Dasgupta M.G. (2012) Isolation and characterization of pathogen defence-related class I chitinase from the actinorhizal tree Casuarina equisetifolia. For. Path. 42, 467–480.

  12. Yeboah N.A., Arahira M., Nong V.H., Zhang D., Kadokura K., Watanabe A., Fukazawa C. (1998) A class III acidic endochitinase is specifically expressed in the developing seeds of soybean (Glycine max [L.] Merr.). Plant Mol. Biol. 36, 407–415.

  13. Gijzen M., Kuflu K., Qutob D., Chernys J.T. (2001) A class I chitinase from soybean seed coat. J. Exp. Bot. 52, 2283–2289.

  14. Zhou G. (2017) Cloning and functional analysis of specific promoter p51408 in stigma exsertion of wild rice (Oryza rufipogan Griff.) from yuanjiang city. Southwest China J. Agricult. Sci. 11, 2393–2397.

  15. Yu L., Ma T., Zhang Y., Hu Y., Yu K., Chen Y., Ma H., Zhao J. (2017) Identification and analysis of the stigma and embryo sac-preferential/specific genes in rice pistils. BMC Plant Biology. 17, 60–81.

  16. Stein J.C., Dixit R., Nasrallah M.E., Nasrallah J.B. (1996) SRK, the stigma-specific S locus receptor kinase of Brassica, is targeted to the plasma membrane in transgenic tobacco. Plant Cell. 8, 429–445.

  17. Hackett R.M., Cadwallader G., Franklin F.C. (1996) Functional analysis of a Brassica oleracea SLR1 gene promoter. Plant Physiol. 112, 1601–1607.

  18. Alvim F.C., Carolino S.M., Cascardo J.C., Nunes C.C., Martinez C.A., Otoni W.C., Fontes E.P. (2001) Enhanced accumulation of BiP in transgenic plants confers tolerance to water stress. Plant Physiol. 126, 1042–1054.

  19. Higo K., Ugawa Y., Iwamoto M., Korenaga T. (1999) Plant cis-acting regulatory DNA element (PLACE) database. Nucleic Acids Res. 27, 297–300.

  20. Jefferson R.A., Kavanagh T.A., Bevan M.W. (1987) GUS fusions:β-glucuronidase as a sensitive and versatile gene fusion marker in higher plants. EMBO J. 6, 3901−3907.

  21. Xu X., Chen C., Fan B., Chen Z. (2006) Physical and functional interactions between pathogen-induced Arabidopsis WRKY18, WRKY40, and WRKY60 transcription factors. Plant Cell. 18, 1310–1326.

  22. Nishiuchi T., Shinshi H., Suzuki K. (2004) Rapid and transient activation of transcription of the ERF3 gene by wounding in tobacco leaves: possible involvement of NtWRKYs and autorepression. J Biol Chem. 279, 55355–55361.

  23. Chen C., Chen Z. (2002) Potentiation of developmentally regulated plant defense response by AtWRKY18, a pathogen-induced Arabidopsis transcription factor. Plant Physiol. 129, 706–716.

  24. Zhang Z.L., Xie Z., Zou X., Casaretto J., Ho T.H., Shen Q.J. (2004) A rice WRKY gene encodes a transcriptional repressor of the gibberellin signaling pathway in aleurone cells. Plant Physiol. 134, 1500–1513.

  25. Xie Z., Zhang Z.L., Zou X., Huang J., Ruas P., Thompson D., Shen Q.J. (2005) Annotations and functional analyses of the rice WRKY gene superfamily reveal positive and negative regulators of abscisic acid signaling in aleurone cells. Plant Physiol. 137, 176–189.

  26. Urao T., Yamaguchi-Shinozaki K., Urao S., Shinozaki K. (1993) An Arabidopsis myb homolog is induced by dehydration stress and its gene product binds to the conserved MYB recognition sequence. Plant Cell. 5, 1529–1539.

  27. Solano R., Nieto C., Avila J., Canas L., Diaz I., Paz-Ares J. Dual. (1995) DNA binding specificity of a petal epidermis-specific MYB transcription factor (MYB.Ph3) from Petunia hybrid. EMBO J. 14, 1773–1784.

  28. Agarwal M., Hao Y., Kapoor A., Dong C.H., Fujii H., Zheng X., Zhu J.K. (2006) A R2R3 type MYB transcription factor is involved in the cold regulation of CBF genes and in acquired freezing tolerance. J. Biol. Chem. 281, 37636–37645.

  29. Hartmann U., Sagasser M., Mehrtens F., Stracke R., Weisshaar B. (2005) Differential combinatorial interactions of cis-acting elements recognized by R2R3-MYB, BZIP, and BHLH factors control light-responsive and tissue-specific activation of phenylpropanoid biosynthesis genes. Plant Mol. Biol. 57, 155–171.

  30. Park H.C., Kim M.L., Kang Y.H., Jeon J.M., Yoo J.H., Kim M.C., Park C.Y., Jeong J.C., Moon B.C., Lee J.H., Yoon H.W., Lee S.H., Chung W.S., Lim C.O., Lee S.Y., Hong J.C., Cho M.J. (2004) Pathogen- and NaCl-induced expression of the SCaM-4 promoter is mediated in part by a GT-1 box that interacts with a GT-1-like transcription factor. Plant Physiol. 135, 2150–2161.

  31. Luo H., Song F., Goodman R.M., Zheng Z. (2005) Up-regulation of OsBIHD1, a rice gene encoding BELL homeodomain transcriptional factor, in disease resistance responses. Plant Biol. (Stuttg). 7, 459–468.

  32. Nakashima K., Fujita Y., Katsura K., Maruyama K., Narusaka Y., Seki M. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. (2006) Transcriptional regulation of ABI3- and ABA-responsive genes including RD29B and RD29A in seeds, germinating embryos, and seedlings of Arabidopsis. Plant Mol. Biol. 60, 51–68.

  33. Simpson S.D., Nakashima K., Narusaka Y., Seki M., Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. (2003) Two different novel cis-acting elements of erd1, a clpA homologous Arabidopsis gene function in induction by dehydration stress and dark-induced senescence. Plant J. 33, 259–270.

  34. Fehlberg V., Vieweg M.F., Dohmann E.M., Hohnjec N., Puhler A., Perlick A.M., Kuster H. (2005) The promoter of the leghaemoglobin gene VfLb29: functional analysis and identification of modules necessary for its activation in the infected cells of root nodules and in the arbuscule-containing cells of mycorrhizal roots. J. Exp. Bot. 56, 799–806

  35. Vieweg M.F., Frühling M., Quandt H.J., Heim U., Bäumlein H., Pühler A., Küster H., Perlick A.M. (2004) The promoter of the Vicia faba L. leghemoglobin gene VfLb29 is specifically activated in the infected cells of root nodules and in the arbuscule-containing cells of mycorrhizal roots from different legume and nonlegume plants. MPMI. 17, 62–69.

  36. Kagaya Y., Ohmiya K., Hattori T. (1999) RAV1, a novel DNA-binding protein, binds to bipartite recognition sequence through two distinct DNA-binding domains uniquely found in higher plants. Nucleic Acids Res. 27, 470–478.

  37. Gowik U., Burscheidt J., Akyildiz M., Schlue U., Koczor M., Streubel M., Westhoff P. (2004) cis-Regulatory elements for mesophyll-specific gene expression in the C4 plant Flaveria trinervia, the promoter of the C4 phosphoenolpyruvate carboxylase gene. Plant Cell. 16, 1077–1090.

  38. Filichkin S.A., Leonard J.M., Monteros A., Liu P.P., Nonogaki H. (2004) A novel endo-β-mannanase gene in tomato LeMAN5 is associated with anther and pollen development. Plant Physiol. 134, 1080‒1087.

  39. Yanagisawa S. (2000) Dof1 and Dof2 transcription factors are associated with expression of multiple genes involved in carbon metabolism in maize. Plant J. 21, 281–288.

  40. Niki T., Mitsuhara I., Seo S., Ohtsubo N., Ohashi Y. (1998) Antagonistic effect of salicylic acid and jasmonic acid on the expression of pathogenesis-related (PR) protein genes in wounded mature tobacco leaves. Plant Cell Physiol. 39, 500–507.

  41. Chen L., Jiang B., Wu C., Sun S., Hou W., Han T. (2014) GmPRP2 promoter drives root-preferential expression in transgenic Arabidopsis and soybean hairy roots. BMC Plant Biol. 14, 245–257.

  42. Lalonde B.A., Nasrallah M.E., Dwyer K.G., Chen C.H., Barlow B., Nasrallah J. (1989) A highly conserved Brussica gene with homology to the S-locus specific glycoprotein structural gene. Plant Cell. 1, 249–258.

  43. Ke L., Zheng T., Wu X., Chen J., Zhu S. (2007) Isolation and sequence analysis of the stigma-specific promoter from Brassica napus. J. Agricult. Biotechnol. 15, 257–262.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Молекулярная биология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал