Агрохимия, 2021, № 1, стр. 62-69

ВВЕДЕНИЕ

Болезни зерновых культур являются существенным фактором снижения урожайности пшеницы, ячменя, кукурузы на юге России, значительного ухудшения качества продукции – зерна продовольственного, семенного, фуражного. По этой причине контроль болезней зерновых культур должен быть одним из важнейшим звеньев растениеводства.

Значительная часть полей России в данный момент переведена на беспахотные технологии возделывания сельскохозяйственных культур. Это было связано с эрозией почв и сносом плодородного слоя, массового появления в стране новой импортной техники для беспахотного земледелия, а также с вопросами экономики. Однако ожидаемые преимущества минимализированных технологий выращивания полевых культур в сравнении с традиционными – пахотными оказались далеко не всегда реальными.

Незапаханная в почву масса растительных остатков стала субстратом для размножения и накопления в агроценозах возбудителей болезней и токсикозов растений – факультативных паразитов грибной природы [1]. На неперепаханных полях активизировались возбудители листовых пятнистостей, корневых и прикорневых гнилей, сосудистых заболеваний. Их накопление приводило к снижению урожая и качества получаемой продукции, деградации агроценозов [1, 2]. Обусловленное перечисленным стрессовое состояние растений делает их восприимчивыми ко многим патогенам, и любые просчеты в контроле болезней оборачиваются серьезным ущербом. В хозяйствах со значительной долей кукурузы в севообороте стало проблемой эпифитотийное развитие пузырчатой головни, хламидоспоры которой разлетаясь на несколько километров при обмолоте зерна, оседают на почве, растительных остатках, сохраняя в течение нескольких лет жизнеспособность, особенно если растительные остатки не заделывают в почву, создают высокий эпифитотийный потенциал. Размножающаяся на растительных остатках кукурузы сумчатая стадия гриба Gibberella zeae (Schwein.) Petch 1936 в 2014, 2016, 2017 гг. становилась источником эпифитотий фузариоза колоса озимой пшеницы, вызываемой конидиальной стадией гриба Fusarium graminearum Schwabe, 1839, на Северном Кавказе, сопровождающихся значительным недобором урожая, накоплением в зерне микотоксина дезоксиниваленола.

На беспахотных полях с середины 1990-х гг. возникли масштабные проблемы с фитофагами, переносчиками возбудителей болезней и, как следствие – периодические очаговые вспышки вирусных болезней. Наиболее вредоносные эпифитотии вирусных болезней озимой пшеницы охватили в 2019 г. Краснодарский и Ставропольский края, Ростовскую и Волгоградскую обл.

Как показывает практика, для полноценного контроля болезней необходим мониторинг сезонной динамики доминирующих (в основном патогенных) микроорганизмов сельскохозяйственных культур, изучение влияния культур предшественников на количественный и качественный состав микробиоты звеньев севооборота, подбор адекватных химических и биологических препаратов для защиты растений и профилактики заболеваний. Идентификация доминирующих патогенов должна быть основой системы контроля болезней сельскохозяйственных культур, формирования комплекса защитно-профилактических мероприятий, с применением соответствующих видовому составу патогенной микрофлоры фунгицидов, биопрепаратов, агрохимикатов [3].

Цель работы – мониторинг качественного и количественного состава доминирующих возбудителей болезней в полевых образцах озимой пшеницы в различные периоды вегетации для оценки органотропной локализации опасных микроорганизмов, их сезонной динамики, влияния на эту динамику культур-предшественников, выработка потенциальных направлений контроля негативных последствий жизнедеятельности патогенов и токсикантов.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследование проводили на образцах, взятых на производственных полях озимой пшеницы хозяйств Волгоградской обл. в лаборатории ВНИИФ в 2017–2019 гг. Выращивание культур на опытных полях производили по технологиям на основе прямого посева. Контроль болезней озимой пшеницы с 2017 г. осуществляли на основе мониторинга патогенной микробиоты, применения в соответствии с его результатами эффективных химических и биологических средств защиты растений, а также микробиологической санации растительных остатков с помощью биопрепаратов. Ассортимент фунгицидов, рекомендованных для защиты от болезней озимой пшеницы, включал однокомпонентные препараты на основе бензимидазолов – кредо, СК, феразим, КС, казим, КС, топсин М, КС; на основе триазолов – импакт, КС, рекс С, КС, колоссаль, КС, фоликур, КЭ и др.; многокомпонетные – прозаро, КЭ, солигор, КЭ, амистар Трио, КЭ, альто Супер, КЭ, абакус Ультра, СЭ, осирис, КЭ, титул Дуо, ККР и др. В качестве биопрепарата для обработки вегетирующих растений, семян и растительных остатков применяли бактериальное удобрение ИНБИО-ФИТ – полиродовой бактериальный консорциум видов Azotobacter, Pseudomonas, Rhizobium, Lactobacillus, Bacillus, продуцируемые ими биологически активные вещества с добавлением гуматов, экстракта биогумуса и др.

Образцы растений и растительных остатков отбирали в полевых условиях в различные периоды вегетации, а также при заболеваниях. Микробиологические анализы в условиях лаборатории ВНИИФ проводили по методике с использованием искусственной питательной среды Чапека [3]. На питательную среду закладывали без дезинфекции фрагменты растений, растительных остатков с целью учета их колонизации микроорганизмами грибной природы [1, 4].

Анализ видового состава микробиоты, колонизирующей эксплантаты, проводили на 7-е сут инкубации. Видовую принадлежность образующихся на питательной среде колоний микромицетов определяли по форме органов споруляции (конидиеносцев, конидий, асков, спор и др.) под микроскопом.

При анализе образцов озимой пшеницы оценивали встречаемость видов микромицетов на различных частях растений, а также в растительных остатках. В данной статье приведены данные микромицетной колонизации узла кущения и стебля вегетирующих растений.

Проводили подсчет количества колоний микроорганизмов разных видов, выделенных in vitro, далее вычисляли долю (в %) каждого вида выделенного микроорганизма относительно числа нанесений растительных объектов (в данном случае фрагментов растений, растительных остатков) на питательную среду; проводили также подсчет доли растений с колонизацией тем или иным микроорганизмом.

Микромицеты Fusarium moniliforme, F. culmorum, F. cerealis, Bipolaris sorokiniana относили к группе сильных патогенов в связи с их высокой вредоносностью на пшенице; к этой группе можно отнести также F. pseudograminearum [5], который встречается в восточных регионах России. Виды F. solani, F. semitectum, F. oxysporum отнесли к группе слабых патогенов пшеницы [6, 7].

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Лабораторная оценка встречаемости грибных патогенов на вегетирующих растениях озимой пшеницы в период активного весеннего кущения в хозяйствах Волгоградской обл. в 2017–2019 гг. показала следующее (табл. 1). После предшественника яровой пшеницы в 2017 г. в фазе весеннего кущения была отмечена колонизация 31.6% растений озимой пшеницы сильными (в основном грибом Fusarium moniliforme) и 16.6% – слабыми патогенами. К весне 2018 г., после начала использования элементов системы контроля болезней, доля колонизированных сильными патогенами растений пшеницы в данном звене снизилась до 22.3%, колонизированных слабыми патогенами – несколько увеличилась (до 21.0%).

Комплекс контролирующих мероприятий, направленных на подавление сильных патогенов, к весне 2019 г. обусловил снижение доли колонизированных ими растений до 10.1%; при этом встречаемость слабых патогенов достигла в этот период 20.3%. В сравнении с 2017–2018 гг. на полях с предшественником яровой пшеницы к 2019 г. произошло 3.1-кратное снижение уровня колонизации озимой пшеницы сильными патогенами. Подобные результаты уровня колонизации растений озимой пшеницы сильными и слабыми патогенами были получены ранее [6, 7] в Курской, Волгоградской обл. и Ставропольском крае.

Наблюдали также стабильное снижение накопления сильных патогенов на растительных остатках (одного из главных источников опасных инфекций полевых культур): с 32% в 2017 г. до 6.7% – в 2019 г. Встречаемость слабых патогенов и на растениях, и на растительных остатках в звене яровая пшеница – озимая пшеница была в зависимости от годом неоднозначной, выявить закономерности изменения их численности пока не удалось. Следует отметить также, что в 2017 г. между встречаемостью сильных патогенов на растительных остатках и на растениях во время весеннего кущения различия были незначительными, а для 22.3%-ной колонизации посевов озимой пшеницы сильными патогенами в 2018 г. оказалось достаточно 10%-ной колонизации растительных остатков предшественника яровой пшеницы. Это свидетельствовало о высоком инфекционном потенциале растительных остатков для звеньев с родственными культурами в севообороте.

В мониторинговых хозяйствах в течение 2017–2019 гг. происходило увеличение площадей под озимой пшеницей и ее бессменного посева, что было не самым благоприятным вариантом чередования культур в севообороте, поэтому данные мониторинга грибных инфекций получили на опытных полях только в 2019 г., после комплекса контролирующих мероприятий. Частота встречаемости сильных патогенов на узле кущения весной составила в этом случае 14.0% – это было больше, чем после яровой пшеницы в этом же году; встречаемость слабых патогенов составила в данном звене 17.0%. Частота встречаемости сильных патогенов на растительных остатках достигала 6.9, слабых – 14.2%.

После предшественника нута в 2018 г. в фазе весеннего кущения была отмечена колонизация 43% растений озимой пшеницы сильными патогенами, что было значительно больше, чем в это же время после предшественников яровой пшеницы и химического пара, и 20% растений – слабыми патогенами. В 2019 г. этот показатель для сильных патогенов снизился в 3.9 раза, для слабых – возрос в 1.3 раза. На растительных остатках нута за счет биопрепаратной санации биопрепаратами удалось снизить уровень колонизации сильными патогенами с 39.4% в 2018 г. до практически нулевого в 2019 г.; уровень их колонизации слабыми патогенами в это время возрос в 2.3 раза, что для растений пшеницы с полноценным иммунитетом было не опасным. Нут по сложившейся традиции считается хорошим предшественником для зерновых культур [8]. Представленные результаты показали, что при прямом посеве культур это было не всегда так: в контрольном варианте отмечен очень высокий уровень колонизации растений озимой пшеницы и растительных остатков нута опасными факультативными паразитами. С помощью комплексного химико-биологическом контроля этот уровень удалось уменьшить до достаточно низких показателей. То есть, чтобы нут был хорошим предшественником при прямом посеве, необходим комплекс защитно-профилактических мероприятий с постоянным мониторингом патогенной микробиоты как в посеве нута, так и на последующих культурах, и адекватным применением средств защиты от болезней растений и для их профилактики.

После предшественника горчицы в 2018 г. на озимой пшенице в период весеннего кущения отмечена 58%-ная колонизация растений сильными патогенами при практическом отсутствии слабых патогенов. К 2019 г. данный показатель для сильных патогенов снизился в 3.6 раза, колонизация слабыми патогенами была невысокой – 7.0%. На растительных остатках (горчицы и сохранившихся на полях остатков культур предшествующих лет) колонизация пшеницы сильными патогенами была в 2018 г. также высокой – 42%, слабыми патогенами – 10%. К 2019 г. после микробиологической санации сильные патогены перестали выявляться на растительных остатках, уровень колонизации слабыми составил 21.0%. Горчица считается одним из лучших культур-предшественников для большинства сельскохозяйственных растений, культурой-фитосанитаром. В то же время отмечены микробиологические результаты, сильно противоречащие данному мнению. Горчицу из предшествующего звена севооборота высевали не как сидерат, а как культуру для получения семян; после цветения растения всех культур начинают терять иммунитет и активнее колонизироваться факультативными паразитами, что в этом случае и было отмечено. Кроме того, горчицу высевали, судя по многолетним наблюдениям, на полях, где течение болезней всех культур было малоуправляемым по причине накопления за несколько лет очень большого количества опасной инфекции.

Если предшественником озимой пшеницы был химический пар в посеве яровой пшеницы, то по причине их генетического родства и общности колонизирующей сапротрофной и патогенной микробиоты, следовало ожидать высокого уровня колонизации и растений, и растительных остатков общими сильными патогенами. Показано, что 19%-ный уровень колонизации озимой пшеницы после химического пара в посеве яровой пшеницы был самым негативным в 2019 г. на фоне всех рассмотренных предшественников. Колонизация растительных остатков также оказалась высокой – 28.8%. Очевидно, что сразу после уборки урожая культуры необходимо незамедлительное проведение фитосанитарных мероприятий, препятствующих накоплению инфекции на растительных остатках, не дожидаясь накопления опасных микроорганизмов. Количество слабых патогенов в варианте химического пара мало отличалось от более благополучных вариантов.

Приведенные результаты показали, что при выращивании озимой пшеницы после таких предшественников как яровая пшеница, озимая пшеница, нут, горчица при прямом посеве в агроценозах происходило накопление опасной инфекции, сопровождавшееся колонизацией значительной доли выращиваемых растений; эффективность против накопления опасной микробиоты проявил, судя по результатам 2017–2019 гг., комплекс защитно-профилактических мероприятий с использованием химических и биологических средств защиты растений на основе многократного мониторинга опасных микроорганизмов.

Развитие как сапротрофов, эпифитных микроорганизмов, так и факультативных паразитов на растениях пшеницы продолжается в течение всей вегетации. Оно проявляется увеличением как количества колонизируемых растений, так и интенсивности их колонизации [10]. Химические обработки позволяют замедлить этот процесс, но получить в фазе выхода флаг-листа меньший уровень колонизации узла кущения, чем во время весеннего кущения, практически никогда не удается. Оценки уровня колонизации узла кущения озимой пшеницы после паров и нута в фазах весеннего кущения и выхода флаг-листа приведены в табл. 2.

На озимой пшенице опытных полей после черного пара в 2017 г. с апреля по июнь произошло увеличение доли растений, колонизированных сильными патогенами в 1.4 раза, слабыми патогенами – в 1.7 раза. В 2018 г. колонизация пшеницы сильными патогенами возросла в 2.3 раза, слабыми патогенами – снизилась в 1.6 раза. Таким образом, черный пар как самостоятельный фитосанитарный элемент не обеспечил в условиях прямого посева супрессивного подавления высокопатогенных для озимой пшеницы форм возбудителей сосудистых заболеваний ни в 2017, ни в 2018 г.

В звене севооборота озимая пшеница после химического пара в 2018 г. от весеннего кущения до выметывания флаг-листа произошло двукратное увеличение числа растений пшеницы, колонизированных сильными патогенами; заметных изменений уровня колонизации слабыми патогенами за этот период не отмечено. В звене севооборота озимая пшеница после нута в 2018 г. от весеннего кущения до выметывания флаг-листа произошло увеличение уровня колонизации пшеницы опасными патогенами в 1.2 раза, слабыми патогенами – в 1.9 раза.

В фазе выметывания флаг-листа на полях озимой пшеницы после 3-х перечисленных предшественников частота колонизации посевов сильными патогенами находилась в диапазоне 43.2–58.5%. Однозначной была во всех представленных вариантах необходимость проведения в течение периода налива зерна защитных мероприятий не только против листовых болезней, но и против факультативных паразитов грибной природы, не ограничиваясь в защите от них бензимидазольной обработкой в фазе кущения. Полевая микробиологическая оценка уровня колонизации факультативными паразитами позволила выявлять поля, на которых необходима защита от комплексов листовых и сосудистых заболеваний. На остальных полях комплексную фунгицидную обработку проводить не следовало, чтобы не наносить их агроценозам экологического ущерба без необходимости.

Развитие патогенной микробиоты вегетирующих растений отмечено не только на узле кущения, образованном в осенний период, но и в стебле (соломине), формирование которой визуально наблюдали (без вскрытия) после фазы трубкования в весенне-летний период (табл. 3).

На это обращали внимание в работе [9]. Сильных патогенов на момент появления флаг-листа, на узле кущения озимой пшеницы обычно было больше, чем в стебле, хотя и в стебле их встречаемость в условиях региона проводимых исследований нередко вызывает опасения. Например, в 2017 г. на полях после черного пара отмечали 15%‑ную колонизацию стеблей озимой пшеницы сильными патогенами: за почти полуторамесячный период налива зерна при применении некорневых азотных подкормок вегетирующих растений этот показатель заметно возрастал, обусловливая снижение качества зерна, заражение его микотоксинами. В 2018 г. уровень патогенной колонизации оказался в том же звене севооборота на уровне 2.5%. На полях после химического пара и нута ни сильных, ни слабых патогенов в период выбрасывания флаг-листа в стеблях пшеницы выявлено не было, что было гораздо лучше, чем после черного пара в 2017 г. На рис. 1 приведены результаты сравнительного анализа колонизации сильными патогенами в фазе кущения озимой пшеницы после различных предшественников.

Рис. 1.

Встречаемость сильных грибных патогенов на узле кущения озимой пшеницы в фазе весеннего кущения (Волгоградская обл., 2018–2019 гг.).

Во всех вариантах за счет использования системы контроля факультативных паразитов озимой пшеницы на основе мониторинга патогенной микробиоты, применения в соответствии с этим эффективных химических и биологических средств защиты растений, а также микробиологической санации растительных остатков с помощью биопрепаратов отмечено заметное снижение уровня колонизации растений опасными микроорганизмами. Снижение данного показателя на пшенице после черного пара было 8.9-кратным, после залежи – 7-кратным, после нута – 3.9-кратным, после горчицы – 3.6-кратным, после химического пара – 1.4-кратным. После черного пара, залежи, нута и горчицы эффективность примененных мероприятий оказалась высокой, после химического пара она была значительно меньше.

На полях озимой пшеницы после залежи, нута, горчицы, где применяли биопрепараты как на растениях, так и на растительных остатках, эффективность защитно-профилактических мероприятий оказалась очень высокой (3.6–7.0-кратной). На полях пшеницы после черного пара растительные остатки практически отсутствовали, как и соответствующая инфекция, поэтому совмещенная химико-биологическая обработка дала в этом случае очень высокий (8.9-кратный) эффект. На поле озимой пшеницы после химического пара в посеве яровой пшеницы растительные остатки после гербицидной обработки оставались мощным накопителем и источником опасной инфекции, поэтому химико-биологическая обработка в фазе кущения обеспечила лишь 1.4-кратный эффект снижения встречаемости сильных патогенов. Это свидетельствовало о высоком уровне опасности для посевов инфекции факультативных паразитических грибов, развивающихся на растительных остатках культур-предшественников, а также о необходимости своевременного проведения микробиологической санации растительных остатков с помощью эффективных биопрепаратов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

За период 2017–2019 гг., когда происходило внедрение на полях технологических схем контроля болезней озимой пшеницы после различных предшественников, основанных на мониторинге опасных микроорганизмов и последующих рекомендациях применения эффективных фунгицидов и биопрепаратов, было отмечено после предшественника яровой пшеницы снижение уровня колонизации растений сильными патогенами в фазе кущения в 3.1 раза, растительных остатков – в 4.7 раза. 10%-ной колонизации растительных остатков яровой пшеницы сильными патогенами, как источника инфекции, оказалось достаточно для 22.3%-ной колонизации растений последующей культуры. После предшественника нута с 2018 по 2019 г. отмечено снижение уровня колонизации озимой пшеницы в 3.9 раза, растительных остатков – с 39.4% до практически нулевых показателей. Очевидно, нут может быть хорошим предшественником озимой пшеницы только при условии надежного контроля в полевых агроценозах факультативных паразитов грибной природы. После предшественника горчицы на семена показатель колонизации растений озимой пшеницы с 2018 по 2019 г. снизился в 3.6 раза, уровень колонизации растительных остатков – с 42.0% до нуля.

После всех предшественников в годы проведения исследования наблюдали сезонный рост колонизации узла кущения опасными патогенами. Кроме того, в фазе выметывания флаг-листа на пшенице после черного пара отмечена значительная колонизация стебля сильными патогенами.

На полях озимой пшеницы после залежи, нута, горчицы, где происходило применение биопрепаратов как на растениях, так и на растительных остатках, эффективность защитно-профилактических мероприятий оказалась очень высокой (3.6–7.0-кратной). На полях пшеницы после черного пара растительные остатки практически отсутствовали, как и соответствующая инфекция, поэтому совмещенная химико-биологическая обработка дала в этом случае очень высокий (8.9-кратный) эффект. На поле озимой пшеницы после химического пара в посеве яровой пшеницы растительные остатки после гербицидной обработки оставались мощным накопителем и источником опасной инфекции, поэтому химико-биологическая обработка в кущение обеспечила лишь 1.4-кратный эффект снижения встречаемости сильных патогенов. Это свидетельствовало о высоком уровне опасности для посевов инфекции факультативных паразитических грибов, развивающихся на растительных остатках культур-предшественников, а также о необходимости своевременного проведения микробиологической санации растительных остатков с помощью эффективных биопрепаратов.