Прикладная биохимия и микробиология. T. 59, Номер 6, 2023

  1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Прикладная биохимия и микробиология
  4. T. 59, № 6, 2023

Прикладная биохимия и микробиология, 2023, T. 59, № 6, стр. 551-563

Метакрилатные редокс системы анаэробных бактерий

О. В. Архипова *

Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН, ФИЦ Пущинский научный центр биологических исследований РАН
142290 Пущино, Московской обл., Россия

* E-mail: aroksan@gmail.com

Поступила в редакцию 21.06.2023
После доработки 30.06.2023
Принята к публикации 06.07.2023

Полный текст (PDF)

Аннотация

В обзоре проанализированы современные представления об анаэробном типе дыхания с использованием неприродного соединения метакрилата в качестве акцептора электронов. Рассматриваются как сами метакрилатные редокс системы, так и анаэробные бактерии, в клетках которых они обнаружены. Эти комплексы состоят из флавинсодержащей редуктазы и мультигемового цитохрома с3. Гены компонентов метакрилатных редокс систем разных микроорганизмов гомологичны и организованы в один оперон. Метакрилатвосстанавливающая активность определяется в периплазме. Единственная известная бактериальная акрилатредуктаза, восстанавливающая природное соединение, отличается от метакрилатных редокс систем. Обсуждаются физиологическая роль, происхождение и перспективы исследований уникальной ферментной системы.

Ключевые слова: метакрилатредуктаза, мультигемовый цитохром с, анаэробное дыхание, Geobacter sulfurreducens АМ-1, Anaeromyxobacter dehalogenans 2CP-1T, Denitrovibrio acetiphilus DSM 12809T, Wolinella succinogenes DSM 1740T

Анаэробные бактерии способны получать энергию в виде АТФ, окисляя при этом субстраты-доноры электронов и используя электронтранспортные цепи (ЭТЦ) и даже разветвлённые ЭТЦ, называемые сетями. ЭТЦ, состоящие из белков-переносчиков, локализованы в цитоплазматических мембранах бактерий. Процесс, осуществляемый ЭТЦ в отсутствие кислорода, называется анаэробным дыханием и называется по субстрату-акцептору электронов. Терминальными акцепторами электронов могут быть как неорганические соединения (нитратное дыхание, нитритное, серное, железистое и т.д.), так и органические (фумаратное дыхание, ферулатное, пентеноатное, уроканатное, акрилатное, метакрилатное). Терминальные редуктазы ЭТЦ согласно международной классификации ферментов относятся к классу 1 (оксидоредуктаз).

Терминальные редуктазы анаэробных бактерий, использующие разные субстраты для катализа, отличаются друг от друга не только функцией, но и размерами, составом (количеством субъединиц, кофакторами), локализацией в клетке. Терминальные редуктазные системы, катализирующие одинаковые или сходные реакции, также могут отличаться друг от друга [1]. Такие редокс системы, восстанавливающие ненасыщенные органические соединения, можно объединить в две группы: 1) флавопротеиновые комплексы, осуществляющие катализ в цитоплазме: кофеатредуктазная система (Acetobacterium woodii) [2] и мембранные фумаратредуктазы (Wolinella succinogenes, Escherichia coli) [3–5]; 2) периплазматические флавинсодержащие ферментные системы: флавоитохромы c фумаратредуктазы (бактерии рода Shewanella) [6–9] и метакрилатредуктазные системы (Geobacter sulfurreduces AM-1, Anaeromyxobacter dehalogenans 2CP-1, Denitrovibrio acetiphilus DSM 12809, Wolinella succinogenes DSM 1740) [10–13], а также уроканатредуктаза (Shewanella oneidenis) [14, 15].

Метакрилатные редокс системы интересны тем, что они катализируют реакцию превращения неприродного и токсичного соединения. Целью работы было обобщение данных о бактериях и их ферментных системах, использующих метакрилат в качестве терминального акцептора электронов.

АКРИЛОВАЯ И МЕТАКРИЛОВАЯ КИСЛОТЫ, ИХ ПРОИЗВОДНЫЕ

Акриловая (пропеновая, этенкарбоновая) кислота (табл. 1) является простейшим представителем одноосновных непредельных карбоновых кислот. Акрилат – соединение природное [16, 17], встречается в морской среде. Известно, что с помощью ферментных систем акрилат как образуется в экосистеме [16, 17], так и подвергается дальнейшим превращениям [18]. По всей видимости, представители морского фитопланктона используют акрилаты для ядовитой защиты от хищников − представителей простейших. Когда хищник атакует фитопланктон, диметилсульфониопропионат-лиаза расщепляет диметилсульфониопропионат (осмолит морских водорослей и некоторых растений) на диметилсульфид и акрилат [16]. Кроме водорослей, к расщеплению диметилсульфониопропионата из морских осадков способны ряд аэробных бактерий и анаэроб Halodesulfovibrio aestuarii (ранее Desulfovibrio acrylicus) [18]. H. aestuarii использует акрилат в качестве терминального акцептора электронов [18]. Терминальная акрилатредуктаза H. aestuarii до сих пор не описана, однако есть данные об акрилатредуктазе ARD Vibrio harveyi [19].

Таблица 1.

Акриловая и метакриловая кислоты: производство, применение, встречаемость в природе, токсичность

Характеристика Акриловая кислота (=пропеновая) Метакриловая кислота (=2-метилпропеновая)
Формула
Ежегодное производство 1 000 000 т 3 000 000 т (метилметакрилатов)
Применение Пластики, покрытия, резины, гели, лаки, краски Пломбировочный материал, протезы, косметологические средства
Наличие
в природе 		Морской компонент: образуется при расщеплении диметилсульфониопропионата водорослями фитопланктона, аэробными бактериями и Halodesulfovibrio aestuarii Микроколичества в масле ромашки Anthemis nobilis
Токсичность Сильное раздражающее и разъедающее действие на кожу и органы дыхания, необратимые травмы глаз, отек легких Аллергический контактный стоматит, паронихия, онихолизис
ПДК 5 мг/м3 10 мг/м3

Метакриловая (2-метилпропеновая) кислота (табл. 1) – соединение синтетическое, в природе практически не встречается. Микроколичества метакрилата на сегодняшний день обнаружены только в масле ромашки римской Anthemis nobilis. Кроме того, есть информация об участии метакриловой кислоты или ее производных в ряде метаболических реакций. Например, метакриловая кислота превращается в гидроксиизобутират клетками Pseudomonas putida [20]. Метакрилат и метилметакрилат вовлечены в образование антибиотика монензина у Streptomyces cinnamonensis [21].

Производные акриловой и метакриловой кислот являются крупнотоннажными ксенобиотиками [22]. На их основе выпускаются лаки, краски, смолы, масла, органическое стекло, водорастворимые резины, фотографические эмульсии, зубные пасты, ортопедические и пломбировочные материалы, пропитка для одежды, упаковочные пленки и пакеты. Широкий спектр применения и у полиметилметакрилатов, особенно в остеклении, средствах передвижения, инструментах [22].

Экологическая опасность акрилатов и их производных обусловлена присутствием этих соединений в отходах химических заводов (например, производящих метакрилатные соединения) и токсичностью этих соединений для человека [22–24]. Генотоксичность метакриловой кислоты и ее производных для млекопитающих, скорее, отсутствует [25]. Однако полиметилметакрилат считается потенциальным канцерогеном [22]. Для человека показано раздражающее действие акрилатов и метакрилатов на кожу и слизистые [22, 23, 26]. Это обусловлено взаимодействием двойных связей обсуждаемых соединений и SH-групп белков клеточных мембран [23]. Известно о цитотоксичном действии мономеров − производных метакрилата на клетки ротовой полости в случае нарушения процесса полимеризации стоматологических композитных смол [27]. Отмечены необратимые травмы глаз [23] и даже астма [22, 28] как следствие контакта с полиметилметакрилатом. Предполагают, что метакрилаты менее токсичны и менее реакционноспособны, чем акрилаты [23].

АНАЭРОБНЫЕ БАКТЕРИИ, ОБЛАДАЮЩИЕ МЕТАКРИЛАТВОССТАНАВЛИВАЮЩЕЙ АКТИВНОСТЬЮ

Периплазматическая метакрилатредуктазная активность. В настоящее время получены экспериментальные доказательства наличия метакрилатвосстанавливающей активности у клеток четырёх грамотрицательных анаэробных представителей трёх классов домена Bacteria (табл. 2): Geobacter sulfurreducens АМ-1 и Anaeromyxobacter dehalogenans 2CP-1 из класса Deltaproteobacteria [10, 11, 29], Wolinella succinogenes DSMZ 1740 из класса Epsilonproteobacteria [12] и Denitrovibrio acetiphilus DSM 12809 из класса Deferribacteres [10]. Метакрилатвосстанавливающая активность найдена в растворимой фракции клеток этих бактерий. Для бактерий G. sulfurreducens, A. dehalogenans и D. acetiphilus обнаружена метакрилатвосстанавливающая активность в экстракте периплазматичеких белков. Для W. succinogenes показано, что метакрилатвосстанавливающей активностью обладают периплазматические белки. Бактерии G. sulfurreducens, A. dehalogenans и D. acetiphilus, окисляющие ацетат, используют его в качестве донора электронов.

Таблица 2.

Метакрилатвосстанавливающая активность в клетках анаэробных бактерий

Бактерия Субстрат для роста Рост культур на ацетате и метакрилате Скорость
восстановления метакрилата
(нмоль мин–1/1 мг клеточного белка) 		Ссылка
Geobacter sulfurreduces AM-1 Ацетат + метакрилат + 1800 [29]
Wolinella succinogenes DSM 1740 Формиат + фумарат ‒ 1000 [12]
Anaeromyxobacter dehalogenans 2CP-1 Ацетат + фумарат ‒ 17 [10]
Denitrovibrio acetiphilus DSM 12809 Ацетат + нитрат ‒ 130 [10]

В геномах этих четырех микроорганизмов выявлено большое количество генов, кодирующих цитохромы с [30–32]. В геноме G. sulfurreducens обнаружено 111 генов цитохромов с [33, 34], среди них несколько генов мультигемовых цитохромов, имеющих от 4 до 27 гемов С [33]. В геноме A. dehalogenans 2CP-1 найдено 68 генов цитохромов с [31]. В геноме D. acetiphilus DSM 12809 определено не менее 32 генов цитохромов c, среди них 20 генов мультигемовых цитохромов с, в том числе один ген 28-гемового цитохрома с. В геноме W. succinogenes DSM 12809 определено 27 генов цитохромов с, из которых 7 мультигемовых. В геномах G. sulfurreducens, A. dehalogenans и D. acetiphilus присутствуют гены ферментов цикла Кребса [31–33].

Wolinella succinogenes. Облигатный анаэроб W. succinogenes, выделенный из бычьего рубца и различных медицинских образцов тканей человека, способен расти в присутствии доноров электронов, таких как H2 и формиат, и акцепторов электронов, таких как фумарат, нитрат, нитрит, оксид азота, полисульфид, ДМСО [4, 35–40]. Бактерия W. succinogenes долгое время была моделью для изучения фумаратного дыхания и синтеза АТФ в процессе дыхания [4]. Восстановление фумарата мембранной фумаратредуктазой W. succinogenes описано в обзоре 2005 г. [1] как “классический” вариант использования анаэробными бактериями ненасыщенного органического соединения в качестве терминального акцептора дыхательной цепи.

Anaeromyxobacter dehalogenans. Факультативно анаэробная миксобактерия A. dehalogenans (класс Deltaproteobacteria) была выделена в чистую культуру из почв и осадков [41]. A. dehalogenans растет за счет анаэробного дыхания, сочетая окисление ацетата и восстановление нитрата до аммония, с нитритом в качестве промежуточного соединения [41].

A. dehalogenans также использует в качестве донора электронов сукцинат, пируват, формиат и водород, а в качестве акцепторов – галогенфенолы, нитрат, нитрит, оксид азота N2O, фумарат, гуминовые вещества, кислород, Fe(III), U(VI), Se(IV) [41–45]. Бактерии рода Anaeromyxobacter преобладают в сообществах бактерий, осуществляющих диссимиляционную нитратредукцию в водных экосистемах рек или заболоченных территорий [46, 47]. Показано, что Anaeromyxobacter spp. осуществляет азотфиксацию при окислении арсената As(III) в As(V) в речных отложениях, загрязненных солями мышьяковой кислоты [48].

Denitrovibrio acetiphilus. Морская бактерия D. acetiphilus DSM 12809 (класс Deferribacteres) была получена в чистую культуру из модельной экосистемы, которая находилась в нефтяном резервуаре, продуцировала сероводород и была обработана богатой нитратами искусственной морской водой [49]. Подобно A. dehalogenans, D. acetiphilus способен к анаэробному дыханию с помощью сопряжения окисления ацетата и нитратредукции, с образованием нитрита в качестве интермедиата [49].

D. acetiphilus может сбраживать фумарат [49]. Первое время после описания микроорганизма нитрат считался единственным терминальным акцептором электронов для роста D. acetiphilus на ацетате. Позднее в геноме D. acetiphilus [32] были найдены гены предполагаемых дыхательных редуктаз [50]. На основании знаний об этих генах был продемонстрирован рост D. acetiphilus на ацетате и As(V) (NaAsO2), Se(VI) (Na2SeO4) и диметилсульфоксиде в качестве акцепторов электронов [50]. Один из обнаруженных генов, по-видимому, кодирует дыхательную арсенатредуктазу ArrA [50].

Geobacter sulfurreducens. Интерес к бактериям рода Geobacter связан с их ключевой ролью в глобальном круговороте углерода, поскольку они наиболее многочисленные Fe(III)-восстанавливающие микроорганизмы почв и осадков [51]. Жизнедеятельность этих бактерий сопряжена с внеклеточным переносом электронов (extracellular electron transfer ‒ EET) [52, 53] и прямым межвидовым переносом электронов (direct interspecies electron transfer ‒ DIET) [54] к метаногенам в природных и искусственных экосистемах [55–57].

Бактерии рода Geobacter способны проводить электрический ток [58, 59]. G. sulfurreducens полностью окисляет органические доноры электронов до углекислого газа при использовании электрода в качестве единственного акцептора электронов, что позволяет считать эту бактерию экзоэлектрогеном [51, 60–62]. Кроме того, G. sulfurreducens может быть электротрофом [58, 59]: он восстанавливает нитрат до нитрита или фумарат до сукцината с помощью графитового электрода, служащего донором электронов [51].

Способность G. sulfurreducens к переносу электронов и электропроводности обусловлена образованием у них микрометровых нанопроволок [53, 63, 64]. С помощью нанопроволок осуществляется прямой внеклеточный транспорт электронов (DEET ‒ direct extracellular electron transfer) между клетками [62, 64–66]. Существуют два мнения относительно состава нанопроволок: 1) это белковые цепочки из мономеров белка пилина PilA с высоким содержанием ароматических аминокислот [51, 53]; 2) это цитохромовые нити из гексагемовых цитохромов OmcS [51, 52, 59, 63, 67, 68]. Структура и состав электропроводящих нанопроволок ‒ предмет продолжающихся исследований. Факты же соединения бактерий друг с другом и передачи электронов с помощью нанопроволок не подвергаются сомнениям [53].

Типовой штамм Geobacter sulfurreducens PCAТ (класс Deltaproterobacteria) был выделен в чистую культуру из поверхностных осадков канавы, загрязненной углеводородами [69]. Установлено, что штамм PCAТ растет на формиате, ацетате и водороде в качестве донора электронов и пирофосфате железа, оксигидроксиде железа, цитрате железа, элементарной сере, Co(III)-EDTA, фумарате или малате в качестве единственного акцептора электронов [69, 70]. Штамм АМ-1 бактерии G. sulfurreducens был выделен в чистую культуру из гранулированного ила UASB-реактора [71], разлагающего отходы метакрилатных производств до метана с помощью анаэробного сообщества бактерий [72, 73]. G. sulfurreducens АМ-1 использует синтетический метакрилат, а, кроме того, фумарат, малат, Fe(III) и S(0) в качестве терминального акцептора электронов в дыхательной цепи бактерии [71]. Донором электронов при росте с помощью метакрилатного дыхания может быть ацетат, формиат или молекулярный водород [71]. Таким образом, G. sulfurreduces AM-1 растет на ацетате (донор) и метакрилате (акцептор) и обозначен, как АМ-1 (рис. 1) [71].

Рис. 1.

Окисление ацетата при одновременном превращении метакрилата в изобутират бактерией Geobacter sulfurreducens AM-1 [71].

В настоящее время рост на ацетате и метакрилате показан только для G. sulfurreducens АМ-1 [29, 71]. Попытки вырастить культуры W. succinogenes, A. dehalogenans и D. acetiphylus на метакрилате в качестве терминального акцептора электронов не увенчались успехом [10, 12]. Вместе с тем ферментативная метакрилатвосстанавливающая активность у клеток W. succinogenes, A. dehalogenans и D. acetiphylus была обнаружена [10, 12]. Различия в способности этих бактериальных клеток расти на метакрилате и восстанавливать метакрилат – показатель сложности организации метакрилатвостанавливающей системы и ее регуляции.

Экспериментально доказано, что ацетат и в клетках типового штамма G. sulfurreducens PCAT, и в клетках штамма G. sulfurreducens АМ-1 дегидрируется с помощью цикла Кребса [11, 74]. ЦТК у G. sulfurreducens оказывается замкнутым в цикл (рис. 2) в двух случаях: 1) если G. sulfurreducens использует в качестве терминального акцептора метакрилат [11], 2) если G. sulfurreducens растет в синтрофной ассоциации с W. succinogenes [74, 75]. Когда G. sulfurreducens растет, используя в качестве терминального акцептора фумарат, ацетат окисляется через неполный ЦТК, в котором отсутствует сукцинатдегидрогеназа [74].

Рис. 2.

Метаболизм Geobacter sulfurreducens АМ-1, растущего на ацетате в качестве донора электронов и метакрилате в качестве акцептора электронов [11].

Мембраны бактерии G. sulfurrreducens АМ-1 содержат менахинон-8 (менахинон с 8 остатками изопрена в боковой цепи) [11]. Восстановительные эквиваленты поступают в дыхательную цепь, локализованную во внутренней мембране бактериальной клетки. Они могут направляться от НАДФН в хиноновый пул через НАДФН: менахинон оксидоредуктазу [11]. Электроны от менахинона через неустановленный переносчик передаются периплазматическим белкам метакрилатной редокс-системы (рис. 2). Кандидатами на роль переносчика электронов от менахинона к компонентам этой редокс системы могут быть периплазматические цитохромы c (12.5 и 15.5 кДа) и мембранный цитохром c (67.6 кДа) [76].

БЕЛКИ МЕТАКРИЛАТНЫХ РЕДОКС СИСТЕМ И ИХ ГЕНЫ

Две субъедницы метакрилатных редокс систем. Метакрилатная редокс система у G. sulfurreducens АМ-1, а также, вероятно, у A. dehalogenans и D. acetiphilus состоит из двух хромопротеидов (табл. 3, 4): Mrd (ФАД-содержащей метакрилатредуктазы) и Mcc (мультигемового цитохрома с) [11, 77]. Причем Mcc служит физиологическим донором электронов для Mrd [11]. Гены метакрилатных редокс систем (mrd и mcc) G. sulfurreducens, A. dehalogenans и D. acetiphilus имеют высокое сходство и организованы в один оперон (рис. 3) [77].

Таблица 3.

(Мет)акрилатредуктазные активности анаэробных бактерий

Организм (Мет)акрилатная
редокс система 		Метакрилатредуктазная активность Акрилатредуктазная активность
очищенные препараты белков целые
клетки		 фракция белков периплазмы растворимая фракция клеток очищенные препараты белков целые
клетки		 фракция белков периплазмы растворимая фракция клеток
Geobacter sulfurreduces AM-1 Периплазматические
Mrd, Mcc 		+ + + + + Н.о. Н.о. Н.о.
Wolinella succinogenes DSM 1740 Периплазматические
FccA, FccB 		Н.о. + Н.о. + Н.о. + Н.о. +
Anaeromyxobacter dehalogenans 2CP-1 Периплазматические
MrdA, MccA		 Н.о. + + Н.о. Н.о. ‒ ‒ Н.о.
Denitrovibrio acetiphilus DSM 12809 Периплазматические
MrdD, MccD		 Н.о. + + Н.о. Н.о. ‒ ‒ Н.о.
Vibrio harveyi ATCC 33843 Цитоплазматический
ARD 		+ Н.о. Н.о. Н.о. + + Н.о. Н.о.

Примечание: + – наличие ферментативной активности; ‒ отсутствие ферментативной активности; Н.о. – не определяли.

Таблица 4.

Белки метакрилатной редокс системы Geobacter sulfurreducens АМ-1

Характеристика Метакрилатредуктаза Mrd Цитохром с Mcc
Кажущаяся молекулярная масса 50 кДа 30 кДа
Молекулярная масса незрелого белка 57.1 кДа 24.5 кДа
Молекулярная масса зрелого белка 51.4 кДа 22.1 кДа
Молекулярная масса зрелого белка с небелковым компонентом 52.2 кДа 26.9 кДа
Длина незрелого белка 526 аминокислот 231 аминокислота
Отщепляемый сигнальный пептид Типа Tat 55 аминокислот Типа Sec 23 аминокислоты
Небелковый компонент 1 молекула нековалентно связанного ФАД 7 гемов C
Предполагаемый компартмент, в котором происходит приобретение третичной структуры Цитоплазма Периплазма
Рис. 3.

Организация оперона метакрилатной редокс системы у Geobacter sulfurreducens АМ-1 [77].

Оба компонента метакрилатной редокс системы Mrd и Mcc у G. sulfurreducens АМ-1 были получены в чистом виде и охарактеризованы (рис. 4) [11]. Максимальная активность метакрилатной редокс системы наблюдалась, когда оба белка присутствовали в молярном соотношении ≈1 : 1 [11]. Кроме восстановления метакрилата, редокс система катализировала восстановление других α, β-ненасыщенных карбоновых кислот, таких как акрилат, кротонат и пентеноат. Акрилат восстаналивался со скоростью, сравнимой с таковой восстановления метакрилата. Активность восстановления кротоната и пентеноата была на порядок ниже скорости восстановления акрилата и метакрилата. Для метакрилатной редокс системы G. sulfurreducens АМ-1 не была обнаружена способноcть восстанавливать фумарат и производные коричной кислоты ферулат и кофеат [11].

Рис. 4.

Электрофоретически гомогенные препараты метакрилатредуктазы Mrd и цитохрома с Mcc из Geobacter sulfurreducens AM-1: 1, 2 ‒ Mcc (1 и 2 мкг соответственно), 3, 4 ‒ Mrd (2.5 и 5 мкг соответственно), 5 ‒ маркеры молекулярной массы.

Предполагается, что продукты генов mrd и mcc A. dehalogenans и D. acetiphilus, как и Mrd и Mcc G. sulfurreducens AM-1, имеют консервативные участки и синтезируются с отщепляемыми сигнальными последовательностями, обеспечивающими периплазматическую локализацию обоих белков [77]. Наличие сигнальных пептидов разных типов (типа Tat у Mrd и типа Sec у Mcc) свидетельствует о разных механизмах биогенеза обоих белков. Укладка белковой глобулы Mrd и нековалентное присоединение флавина к Mrd, по всей видимости, осуществляется в цитоплазме клетки. Синтезированный апоцитохром Mcc, очевидно, преодолевает цитоплазматическую мембрану до приобретения им третичной структуры, гемы C присоединяются к белковой молекуле в периплазме.

Активность восстановления метакрилата у W. succinogenes обеспечивается функционированием продуктов оперона fccABC [12, 13]. Этот оперон кодирует синтез двух периплазматических белков FccA и FccB, а также расположенного во внутренней мембране FccC. FccA содержит в качестве простетической группы 1 молекулу ФАД, а FccB и FccC ‒ по четыре гема C [13]. Незрелый белок FccA состоит из 515 аминокислот, причем 34 из них образуют отщепляемый сигнальный пептид типа Tat [13]. По размеру и аминокислотной последовательности зрелый белок FccA имеет сходство с C-концевой частью Fcc3 из Shewanella frigidimarina NCIMB 400 [13] и Mrd из G. sulfurreducens AM-1 [77]. Незрелый белок FccB содержит 146 аминокислот, 26 из них составляют отщепляемый сигнальный пептид типа Sec [13]. По размеру и аминокислотной последовательности зрелый белок FccB имеет сходство с N-концевой частью Fcc3 из S. frigidimarina NCIMB 400 [13] и Mcc из G. sulfurreducens AM-1 [77]. Предполагается, что четырехгемовый FccC имеет N-концевую гидрофобную спираль, которая закрепляет белок в мембране [13]. Представлены результаты, подтверждающие, что восстановление метакрилата и акрилата у W. succinogenes катализирует периплазматический флавопротеин FccA или комплекс периплазматических флавопротеина FccA и тетрагемового цитохрома с FccB [12, 13].

Менахинол:цитохром с оксидоредуктаза ‒ возможное звено метакрилатной дыхательной цепи. Аминокислотная последовательность белка FccC W. succinogenes имеет высокое сходство с последовательностями цитохромов c семейства белков NirT/NapC и, в частности, гомологична таковой белка CymA Shewanella oneidenis MR-1 [13]. Белки семейства NirT/NapC отвечают за перенос электронов от пула хинонов к редуктазам, локализованным в перплазме или связанным с внешней мембраной. Цитохром c CymA S. oneidenis MR-1 состоит из 187 аминокислот и имеет молекулярную массу 21 кДа [78]. Как и FccC W. succinogenes, CymA S. oneidenis имеет N-концевую гидрофобную α-спираль, удерживающую белок в мембране, и глобулярный четырехгемовый периплазматический домен [78]. Три из четырёх гемов типа С ‒ низкоспиновые, каждый из них координирован двумя остатками гистидина, редокс потенциалы низкоспиновых гемов равны ‒110, ‒190, ‒265 мВ [79]. Четвертый гем ‒ высокоспиновый, расположен около хинолсвязывающего сайта, координирован в дистальной позиции молекулой воды, его редокс потенциал равен ‒240 мВ [79, 80].

CymA играет центральную роль в анаэробном дыхании S. oneidenis MR-1 в качестве хаба для переноса электронов в периплазматическую редокс сеть. Он собирает электроны от менахинонового пула в цитоплазматической мембране бактерии и распределяет их между периплазматическими белками (мультигемовыми цитохромами с), среди которых как терминальные редуктазы, так и периплазматические редокс шаттлы, переносящие электроны к терминальным редуктазам [78, 79, 81–83]. CymA использует менахинон-7 (MQ-7) в качестве субстрата и кофактора для превращения хинонов, в том числе и отличных от MQ-7 [84]. По всей видимости, CymA имеет сложную систему регулирования переноса электронов к определенным редуктазам. Так, например, образование стабильного комплекса между CymA и периплазматической фумаратредуктазой Fcc3 меняет направление катализа и перенос электронов в сторону окисления MQ-7, т.е. на противоположное по сравнению с этими же проессами у индивидуального CymA [85]. CymA участвует в восстановлении Fe(III), Mn(IV), нитрата, нитрита, фумарата, диметилсульфоксида, O2 у S. oneidenis MR-1 [78, 81–83, 86, 87]. Кроме того, получены результаты о функционировании CymA S. oneidenis качестве терминальной редуктазы нитроароматических соединений (например, дихлорнитробензола) и азокрасителей [88].

Таким образом, недостающим звеном, обозначенным на рис. 2 вопросительным знаком, поставляющим восстановительные эквиваленты белкам метакрилатной редокс системы G. sulfurreducens, может оказаться переносчик ‒ менахинол : цитохром с оксидоредуктаза, похожий на хаб CymA электронтраспортной сети S. oneidensis.

АКРИЛАТРЕДУКТАЗА

Обладающий акрилатредуктазной активностью фермент ARD (табл. 3) был выделен и охарактеризован в результате гетерологичной экспрессии гена ard Vibrio harveyi ATCC 33843 в клетках E. coli [19]. Выбор этой цитоплазматической НАДН-зависимой флавиноксидоредуктазы (GenBank ID: AIV07243) для работы был обоснован неизвестной субстратной специфичностью предполагаемого фермента и наличием в аминокислотной последовательности белка домена FAD_binding_2 (Pfam ID: PF00890), который содержит фумаратсвязывающий сайт [19]. Мономерный фермент состоит из 1004 аминокислот, имеет молекулярную массу 95 кДа. На 1 моль белка приходится 1 моль нековалентно связанного ФАД, 1 моль нековалентно связанного ФМН и 1 моль ковалентно связанного ФМН. Локализован ARD, судя по отсутствию отщепляемого сигнального пептида у продукта гена, в цитоплазме. Синтез мРНК ard бактерией V. harveyi стимулировался присутствием 2 мМ акрилата в среде культивирования, содержавшей сахарозу и дрожжевой экстракт в качестве субстратов для роста, как в аэробных условиях, так и в анаэробных [19]. В качестве субстрата ARD использовал еще и метакрилат, проявляя 15.5% от акрилатредуктазной активности. Было показано, что НАДН является непосредственным донором электронов для ARD. ARD проявлял минимальную активность с фумаратом и кротонатом и не использовал уроканат и циннамат в качестве субстратов для проявления активности.

Безусловно, ARD из всех известных (мет)акрилатредуктаз ‒ фермент, проявляющий наибольшее сродство к такому субстрату как акрилат (табл. 5). Но способность V. harveyi расти на акрилате в качестве акцептора электронов, используя цитоплазматический фермент в качестве терминальной редуктазы, нужно подтвердить экспериментально. V. harveyi обитает в морях и способен как к брожению, так и анаэробному дыханию [19, 89]. Акрилат, будучи природным компонентом морских экосистем [16, 17], в концентрации более 2 мМ значительно ингибирует рост бактерии [19]. Наиболее вероятная физиологическая функция ARD ‒ детоксикация акрилата.

Таблица 5.

Субстратная специфичность периплазматических метакрилатных редокс систем и цитоплазматической акрилатредуктазы

Организм Образец, в котором была определена активность Km к метакрилату, мкM Km к акрилату, мкM Ссылка
Geobacter sulfurreduces AM-1 Очищенные препараты метакрилатной редокс системы Mrd и Mcc 80 100 [11]
Wolinella succinogenes DSM 1740 Гомогенаты клеток, содержащие FccA, FccB и FccC 230 500 [12]
Vibrio harveyi ATCC 33843 Очищенный препарат акрилатредуктазы ARD 690 16 [19]

МЕТАКРИЛАТНАЯ РЕДОКС СИСТЕМА ‒ ФЛАВОЦИТОХРОМ C

Метакрилатные редокс системы ‒ как экспериментально исследованные у G. sulfurreducens АМ-1 и W. succinogenes, так и предполагаемые у A. dehalogenans и D. acetiphilus ‒ периплазматические. Они состоят, по-видимому, из флавинсодержащей субъединицы и мультигемового цитохрома c. Тесное взаимодействие флавопротеинов и гемсодержащих белков всех известных и потенциальных метакрилатных редокс систем закреплено генетически: их гены организованы в один оперон. Это является основанием для того, чтобы считать метакрилатные редокс системы флавоцитохромами с ‒ необычной группой редокс белков бактерий [90–93]. Для флавоцитохромов с характерна тесная связь между гемсодержащей и флавинсодержащей составляющими [90]. У каждой из субъединиц флавоцитохрома c есть свой редокс центр, связанный с пептидной цепью [90]. Среди флавоцитохромов c отмечены как белковые комплексы из двух или нескольких субъединиц [91, 92], так и мономеры [7, 94].

Для флавоцитохромов с показаны разные ферментативные активности (табл. 6). Например, флавоцитохромы c фотосинтезирующих пурпурной серной бактерии Allochromatium vinosum [95–97] и зеленой серной бактерии Chlorobium thiosulfatophilum [95], гетеротрофной бактерии Cupriavidus necator H16 [98] и галофильной бактерии Thioalkalivibrio paradoxus [99] обладают сульфид:цитохром c – оксидоредуктазной активностью (Fcc, флавоцитохром c сульфиддегидрогеназа). Они катализируют превращение сульфида в элементарную серу, что сопровождается переносом электронов на цитохром с [98, 99]. Периплазматический растворимый гетеродимер Fcc у этих организмов состоит из двух субъединиц: более крупного, сульфидсвязывающего, флавопротеина FccB и цитохрома с FccA [92, 95–98, 100]. У A. vinosum флавопротеин FccB имеет молекулярную массу 46 кДа и содержит 1 молекулу ковалентно связанного ФАД, цитохром с FccA имеет молекулярную массу 21 кДа и содержит две молекулы гема C [90, 91, 95, 101].

Таблица 6.

Ферментативные активности флавоцитохромов с анаэробных бактерий

Ферментативная активность Флавоцитохром с Микроорганизм Ссылки
Сульфид:цитохром c – оксидоредуктазная FccB (46 кДа; 1 молекула ковалентно связанного ФАД) и FccA (21 кДа; 2 гема C) Allochromatium vinosum [95–97]
Флавоцитохром c p-крезол-метилгидроксилазная две субъединицы (48 кДа каждая; 1 молекула ковалентно связанного ФАД у каждой) и две субъединицы цитохрома c (9 кДа каждый) Несколько видов псевдомонад [90, 91, 102]
Фумаратредуктазная Fcc3 (63.4 кДа; 1 моль ковалентно связанного ФАД, 4 моль гемов C) Shewanella frigidimarina
NCIMB 400 		[103]
Fcc3 (65 кДа; 1 моль ковалентно связанного ФАД, 4 моль гемов C) Shewanella oneidenis MR-1 [105]
Фумаратредуктазная in vitro Ifc3 (63.9 кДа; 1 моль ковалентно связанного ФАД, 4 моль гемов C) Shewanella frigidimarina
NCIMB 400 		[104]
Метакрилатредуктазная,
акрилатредуктазная 		Mrd (52.2 кДа; 1 молекула нековалентно связанного ФАД) и Mcc (26.9 кДа; 7 гемов C) Geobacter sulfurreducens AM-1 [11, 77]

Флавоцитохром c p-крезол-метилгидроксилаза [90, 91, 102], найденная в периплазме у нескольких видов псевдомонад, катализирует окисление p-крезола в p-гидроксибензиловый спирт и затем в гидроксибензальдегид [90, 91, 102]. Этот флавоцитохром является гетеротетрамером (116 кДа), состоящим из двух флавопротеиновых субъединиц, 48 кДа каждая и двух субъединиц цитохрома c, 9 кДа каждая [90, 91]. Флавопротеиновые субъединицы содержат ковалентно связанный ФАД.

Фумаратредуктазные активности показаны для трех растворимых флавоцитохромов c двух видов бактерий-железоредукторов рода Shewanella [6–9, 94]: для периплазматических Fcc3 и Ifc3 из S. frigidimarina NCIMB 400 [103, 104] и Fcc3 из S. oneidenis MR-1 [105]. Эти флавоцитохромы с Fcc3 и Ifc3 из S. frigidimarina и Fcc3 из S. oneidenis имеют нековалентно связанный ФАД (1 моль ФАД на 1 моль белка), 4 гемсвязывающих центра и синтезируются с N-концевой секреторной сигнальной последовательностью типа Seс [7, 104, 10 ]. Физиологической активностью для флавоцитохрома Ifc3, восстанавливающего фумарат только in vitro, считается восстановление железа [94, 104]. Кристаллы растворимых фумаратредуктаз шеванелл показали наличие трех доменов в структуре: небольшого N-концевого тетрагемового домена, C-концевого домена с нековалентно связанным ФАД и домена-“зажима”, контролирующего доступность активного сайта для субстрата [9].

Все упомянутые флавоцитохромы c шеванелл являются гомологами как Mrd, так и Mcc метакрилатной редокс системы G. sulfurreducens АМ-1 [77]. Компьютерным моделированием пространственной структуры Mrd и Mcc G. sulfurreducens АМ-1 было показано их высокое структурное сходство с растворимыми фумаратредуктазами Shewanella [106]. Флавопротеин Mrd и по последовательности, и по структуре повторяет два каталитических домена C-конца трех флавоцитохромов c Shewanella. Мультигемовый цитохром c Mcc и по последовательности, и по структуре сходен с малым N-концевым гемсодержащим доменом фумаратредуктаз Shewanella. Значительное сходство этих белков, по всей видимости, обеспечивается общностью их происхождения, эволюции и природных функций.

Физиологическая роль всех упомянутых флавоцитохромов c – предмет дискуссий [92, 97, 99]. Наличие же ферментативных активностей у отмеченных флавоцитохромов c бесспорно.

РОЛЬ И ПРОИСХОЖДЕНИЕ МЕТАКРИЛАТНОЙ РЕДОКС СИСТЕМЫ, ПЕРСПЕКТИВЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Таким образом, ферментативная активность восстановления синтетического соединения метакрилата показана для клеток анаэробных бактерий G. sulfurreducens AM-1, A. dehalogenans 2CP-1, W. succinogenes DSMZ 1740 и D. acetiphilus DSM 12809 (табл. 2–5). Эта активность в двух, а вероятно, и во всех четырех случаях обусловлена функционированием периплазматических двухкомпонентных флавоцитохромов c (табл. 3), состоящих из ФАД-содержащей субъединицы и мульгемового цитохрома c. Определение объективной роли и происхождения подобных ферментных комплексов ‒ одни из основных задач исследования дыхательных редокс систем.

Метакрилатная редокс система является представителем обширного семейства флавоцитохромов с и других флавопротеинов, имеющих редуктазную активность [77]. Среди гомологов белков метакрилатной редокс системы ‒ периплазматический флавоцитохром c Fcc3, являющийся дыхательной фумаратредуктазой у S. oneidenis. В геноме у S. oneidensis обнаружены гены 42 потенциальных цитохромов c, среди них несколько мультигемовых цитохромов c, содержащих до 10 гемов [94]. Периплазматические флавоцитохромы c многофункциональны [107]. Кроме участия в фумаратном дыхании [9], они служат переносчиками электронов при преодолении периплазмы и временными узлами, накапливающими электроны, для таких типов дыхания, когда в качестве акцептора электронов используется металл, нитрат или диметилсульфоксид [107]. Основной ролью растворимого флавоцитохрома с Fcc3 из S. oneidenis, вероятно, является работа в качестве периплазматического узлового центра накопления, распределения и перемещения электронов между цитоплазматической и внешней мембранами [52, 63, 94, 107]. Выявленное компьютерным моделированием высокое структурное сходство Fcc3S. oneidenis и белков метакрилатной редокс системы Mrd и Mcc G. sulfurreducens [106] ‒ аргумент общности эволюции и функций этих флавоцитохомов c. Таким образом, главной природной функцией обсуждаемых метакрилатных редокс систем может оказаться электронтранспортная. Факт отсутствия у других представителей рода Geobacter оперона, содержащего mrd и mcc [77], придает бактерии G. sulfurreducens AM-1 исключительность и позволяет предполагать у AM-1 новые свойства, обусловленные функционированием электронтранспортного узла из двух хромопротеидов в периплазме бактерии.

Родство белков метакрилатной редокс системы с флавопротеинами с ферментативной активностью ‒ аргумент в пользу каталитической роли метакрилатной редокс системы [77]. Но метакрилат – соединение неприродное. Природным субстратом как периплазматических метакрилатредуктазных комплексов G. sulfurreducens, A. dehalogenans, W. succinogenes и D. acetiphilus, так и цитоплазматической акрилатредуктазы ARD из V. harveyi [19] мог бы оказаться образуемый в морской экосистеме акрилат [16, 17]. Это предположение подтверждается: 1) сравнимыми скоростями восстановления метакрилатной редокс системой G. sulfurreducens акрилата и метакрилата [11]; 2) более высоким сродством ARD к акрилату, чем к метакрилату (табл. 5) [19]. Восстановление метакрилата может являться одним из дополнительных свойств этих редуктаз. Как и в случае с дыхательными фумаратредуктазами анаэробных бактерий, предполагаемые акрилатредуктазы могли бы быть как внутриклеточными (цитоплазматическими подобно ARD), так и периплазматическими (как у G. sulfurreducens AM-1, A. dehalogenans 2CP-1, W. succinogenes DSMZ 1740 и D. acetiphilus DSM 12809). В таком случае логично полагать, что эти акрилатредуктазы возникли в процессе эволюции как адаптационный механизм, трансформирующий токсичный акрилат в менее токсичные соединения. Однако отсутствие акрилатредуктазной активности как в целых клетках, так и в периплазматических фракциях бактерий A. dehalogenans 2CP-1 и D. acetiphilus DSM 12809 (табл. 3) [10] не подтверждает выдвинутое предположение об акрилате как физиологическом акцепторе электронов для белков метакрилатной редокс системы.

Природными функциями метакрилатной редокс системы могут оказаться одновременно обе обсуждаемые: и ферментативная (восстанавливающая пока неизвестное природное соединение с двойными связями или даже акрилат), и транспортирующая электроны. Комбинация процессов естественного мутагенеза флавоцитохромов с и флавопротеинов, а также горизонтального переноса генов могли привести к появлению метакрилатной редокс системы и дать бактерии G.sulfurreducens АМ-1 адаптивное преимущество при росте в метаногенных сообществах микроорганизмов, очищающих отходы метакрилатных производств [71–73].

***

Исследования метакрилатных редокс систем анаэробных бактерий продолжаются. Для дальнейшего изучения хромопротеидов метакрилатредуктазного комплекса должны быть налажены процедуры получения рекомбинантных белков Mrd и Mcc в клетках хозяев-аэробов. Предстоит преодолеть проблемы продукции рекомбинантного анаэробного мультигемового цитохрома c, чтобы достичь корректной пост-трансляционной модификации (присоединение гемов) в периплазме. Получение рекомбинантных хромопротеидов Mrd и Mcc потенциально могло бы способствовать разработке препарата для очистки объектов окружающей среды от токсичных ненасыщенных органических соединений.

Список литературы

  1. Arkhipova O.V., Akimenko V.K. // Microbiology (Moscow). 2005. V. 74. P. 629–639.

  2. Hess V., González J.M., Parthasarathy A., Buckel W., Müller V. // Appl. Environ. Microbiol. 2013. V. 79. P. 1942–1947.

  3. Hägerhäll C. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1320. P. 107–141.

  4. Kröger A., Biel S., Simon J., Gross R., Unden G., Lancaster C.R.D. // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1553. P. 23–38.

  5. Iverson T. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V. 1827. P. 648–657.

  6. Morris C.J., Black A.S., Pealing S.L., Manson F.D.C., Chapman S.K., Reid G.A., Gibson D.M., Ward F.B. // Biochem. J. 1994. V. 302. P. 587–593.

  7. Pealing S.L., Black A.S., Manson F.D.C., Ward F.D., Chapman S.K., Read G.A. // Biochemitry. 1992. V. 32. № 48. P. 12132–12140.

  8. Pealing S.L., Cheesman M.R., Reid G.A., Thomson A.J., Ward F.B., Chapman S.K. // Biochemistry. 1995. V. 34. № 18. P. 6153–6158.

  9. Reid G.A., Miles C.S., Moysey R.K., Pankhurst K.L., Chapman S.K. // BBA. 2000. V. 1459. № 2-3. P. 310–315.

  10. Arkhipova O.V., Biryukova E.N., Abashina T.N., Khokhlova G.V., Ashin V.V., Mikoulinskaia G.V. // Microbiology (Moscow). 2019. V. 88. № 2. P. 137–145.

  11. Mikoulinskaia (Arkhipova) O., Akimenko V., Galushko A., Thauer R.K., Hedderich R. // Eur. J. Biochem. 1999. V. 263. № 2. P. 346–352.

  12. Gross R., Simon J., Kröger A. // Arch. Microbiol. 2001. V. 176. P. № 4. P. 310–313.

  13. Simon J., Gross R., Klimmek O., Ringel M., Kröger A. // Arch. Microbiol. 1998. V. 169. № 5. P. 424–433.

  14. Bogachev A.V., Bertsova Y.V., Bloch D.A., Verkhovsky M.I. // Mol. Microbiol. 2012. V. 86. № 6. P. 1452–1463.

  15. Venskutonytė R., Koh A., Stenström O., Khan M.T., Lundqvist A., Akke M., et al. // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. 1347. https://doi.org/10.1038/s41467-021-21548-y

  16. Curson A.R.J., Todd J.D., Sullivan M.J., Johnston A.W.B. // Nat. Rev. Microbiol. 2011. V. 9. № 12. P. 849–859.

  17. Curson A.R.J., Burns O.J., Voget S., Daniel R., Todd J.D., McInnis K., Wexler M., Johnston A.W.B. // PLoS One. 2014. V. 9. № 5. e97660.

  18. Van der Maarel M.J.E.C., van Bergeijk S., van Werkhoven A.F., Laverman A.M., Meijer W.G., Stam W.T., Hansen T.A. // Arch. Microbiol. 1996. V. 166. P. 109–115.

  19. Bertsova Y.V., Serebryakova M.V., Baykov A.A., Bogachev A.V. // Appl. Environ. Microbiol. 2022. V. 88. № 11. https://doi.org/10.1128/aem.00519-22

  20. Aberhart D.J., Tann C.-H. // J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1. 1979. V. 4. P. 939–942.

  21. O’Hagan D., Rogers S.V., Duffin G.R., Reynolds K.A. // J. Antibiot. 1995. V. 48. № 11. P. 1280–1287.

  22. Stickler M, Rhein T. Polymethacrylates. // Ullmann’s Encyclopedia of Industrial Chemistry. Weinheim: Wiley-VCH Verlag GmbH & Co., 2012. V. 29. P. 342–353.

  23. Greim H., Ahlers J., Bias R., Broecker B., Hollander H., Gelbke H.P. et al. // Chemosphere. 1995. V. 31. № 2. P. 2637–2659.

  24. Piirilä P., Hodgson U., Estlander T., Keskinen H., Saalo A., Voutilainen R., Kanerva L. // Int Arch. Occup. Environ. Health. V. 75. № 4. P. 209–216.

  25. Albertini R.J. // Regul. Toxicol. Pharmacol. 2017. V. 84. P. 77–93.

  26. Kimber I., Pemberton M.A. // Regul. Toxicol. Pharmacol. 2014. V. 70. № 1. P. 24–36.

  27. Krifka S., Spagnuolo G., Schmalz G., Schweikl H. // Biomaterials. 2013. V. 34. № 19. P. 4555–4563.

  28. Walters G.I., Robertson A.S., Moore V.C., Burge P.S. // Occup. Med. 2017. V. 67. № 4. P. 282–289.

  29. Галушко А.С., Микулинская (Архипова) О.В., Лауринавичюс К.С., Образцова А.Я., Акименко В.К. // Микробиология. 1996. Т. 65. № 4. С. 495–498.

  30. Baar C., Eppinger M., Raddatz G., Simon J., Lanz C., Klimmek O. et al. // PNAS. 2003. V. 100. № 20. P. 11690–11695.

  31. Thomas S.H., Wagner R.D., Arakaki A.K., Skolnick J., Kirby J.R., Shimkets L.J., Sanford R.A., Löffler F.E. // PLoS One. 2008. V. 3. № 5. e2103. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0002103

  32. Kiss H., Lang E., Lapidus A., Copeland A., Nolan M., Del Rio T.G. et al. // Stand. Genomic Sci. 2010. V. 2. P. 270–279.

  33. Methè B.A., Nelson K.E., Eisen J.A., Paulsen I.T., Nelson W., Heidelberg J.F. et al. // Science. 2003. V. 302. № 5652. P. 1967–1969.

  34. Fernandes T.M., Morgado L., Turner D.L., Salgueiro C.A. // Antioxidants. 2021. V. 10. № 844. https://doi.org/10.3390/antiox10060844

  35. Wolin M.J., Wolin E.A., Jacobs N.J. // J. Bacteriol. 1961. V. 81. № 6. P. 911–917.

  36. Kafkewitz D., Goodman D. // Appl. Microbiol. 1974. V. 27. № 1. P. 206–209.

  37. Smibert R.M., Holdeman L.V. // J. Clin. Microbiol. 1976. V. 3. № 4. P. 432–437.

  38. Kröger A. // Diversity of Bacterial Respiratory Systems. V. 2. Boca Raton: CRC Press, 1980. P. 1–18.

  39. Tanner A.C.R., Badger S., Lai C.-H., Listgarten M.A., Visconti R.A., Socransky S.S. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1981. V. 31. № 4. P. 432–445.

  40. Simon J. // FEMS Microbiol. Rev. 2002. V. 26. P. 285–309.

  41. Sanford R.A., Cole J.R., Tiedje J.M. // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 2. P. 893–900.

  42. Sanford R.A., Wagner D.D., Wu Q., Chee-Sanford J.C., Thomas S.H., Cruz-García C. et al. // Proc. Nat. Acad. Sci. U S A. 2012. V. 109. № 48. P. 19709–19714.

  43. He Q., Sanford R.A. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. № 5. P. 2712–2718.

  44. Wu Q., Sanford R.A., Löffler F.E. // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. № 5. P. 3608–3614.

  45. He Q., Yao K. // Bioresour. Technol. 2010. V. 101. № 10. P. 3760–3764.

  46. Li Q., Bu C., Ahmad H.A., Guimbaud C., Gao B., Qiao Z. et al. // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2021. V. 28. № 4. P. 4749–4761.

  47. Zhang T., Zhuang X., Ahmad S., Lee T., Cao C., Ni·S.‑Q. // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2022. V. 29. № 16. P. 23823–23833.

  48. Li Y., Guo L., Yang R., Yang Z., Zhang H., Li Q. et al. // J. Hazard. Mater. 2023. V. 443. 130220.

  49. Myhr S., Torsvik T. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 1611–1619.

  50. Denton K., Atkinson M.M., Borenstein S.P., Carlson A., Carroll T., Cullity K. et al. // Arch. Microbiol. 2013. V. 195. № 9. P. 661–670.

  51. Lovley D.R., Walker D.J.F. // Front. Microbiol. 2019. V. 10. P. 1–18. Article 2078. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.02078

  52. Edwards M.J., Richardson D.J., Paquete C.M., Clarke T.A. // Protein Sci. 2020. V. 29. № 4. P. 830–842.

  53. Giese B., Karamash M., Fromm K.M. // FEBS Lett. 2023. V. 597. № 1. P. 166–173.

  54. Walker D.J.F., Nevin K.P., Holmes D.E., Rotaru A.-E., Ward J.E., Woodard T.L. et al. // The ISME J. 2020. V. 14. P. 837–846.

  55. Morita M., Malvankar N.S., Franks A.E., Summers Z.M., Giloteaux L., Rotaru A.E., Lovley D.R. // mBio. 2011. V. 2. № 4. e00159–11. https://doi.org/10.1128/mBio.00159-11

  56. Rotaru A.-E., Shrestha P.M., Liu F., Shrestha M., Shrestha D., Embree M. et al. // Energy Environ. Sci. 2014. V. 7. P. 408–415.

  57. Holmes D.E., Shrestha P.M., Walker D.J.F., Dang Y., Nevin K.P., Woodard T.L., Lovley D.R. // Appl. Environ. Microbiol. 2017. V. 83. № 9. e00223–17. https://doi.org/10.1128/ AEM.00223-17

  58. Lovley D.R. // Environ. Microbiol. Rep. 2011. V. 3. № 1. P. 27–35.

  59. Lovley D.R. // Bioresour Technol. 2022. V. 345. 126553. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.126553

  60. Logan B. // Nat. Rev. Microbiol. 2009. V. 7. P. 375–383.

  61. Hu Y., Wang Y., Han X., Shan Y., Li F., Shi L. // Front. Bioeng. Biotechnol. 2021. V. 9. Article: 786416. https://doi.org/10.3389/fbioe.2021.786416

  62. Shi M., Jiang Y., Shi L. // Sci. China. Tech. Sci. 2019. V. 62. № 10. P. 1670–1678.

  63. Richter K., Schicklberger M., Gescher J. // Appl. Environ. Microbiol. 2012. V. 78. № 4. P. 913–921.

  64. Shu C., Zhu Q., Xiao K., Hou Y., Ma H., Ma J., Sun X. // Biomed. Res. Int. 2019. Article ID 6151587. P. 1–12. https://doi.org/10.1155/2019/6151587

  65. Tabares M., Dulay H., Reguera G. // Trends Microbiol. 2020. V. 28. № 4. P. 327–328.

  66. Liu X., Walker D.J.F, Nonnenmann S.S., Sun D., Lovley D.R. // mBio. 2021. V. 12. № 4.https://doi.org/10.1128/mBio.02209-21

  67. Lovley D.R., Holmes D.E. // Nat. Rev. Microbiol. 2022. V. 20. P. 5–19.

  68. Wang F., Craig L., Liu X., Rensing C., Egelman E.H. // Trends Microbiol. 2023. V. 3. № 4. P. 384–392. https://doi.org/10.1016/j.tim.2022.11.004

  69. Caccavo F.J.R., Lonergan D.J., Lovley D.R., Davis M., Stolz J.F., McInerney M.J. // Appl. Environ. Microbiol. 1994. V. 60. № 10. P. 3752–3759.

  70. Mollaei M., Timmers P.H.A., Suarez-Diez M., Boeren S., Van Gelder A.H., Stams A.J.M., Plugge C.M. // Environ. Microbiol. 2021. V. 23. № 1. P. 299–315.

  71. Galushko A.S., Obraztsova A.Ya., Shtarkman N.B., Laurinavichus K.S., Akimenko V.K. // Dokl. Biol. Sci. 1994. V. 335. P. 122‒123.

  72. Штаркман Н.Б., Лауринавичюс К.С., Акименко В.К. // Микробиология. 1992. Т. 61. № 4. С. 709–716.

  73. Штаркман Н.Б., Образцова А.Я., Лауринавичюс К.С., Галушко А.С., Акименко В.К. // Микробиология. 1995. Т. 64. № 2. С. 270–274.

  74. Galushko A.S., Schink B. // Arch. Microbiol. 2000. V. 174. № 5. P. 314–321.

  75. Kaden J., Galushko A.S., Schink B. // Arch. Microbiol. 2002. V. 178. № 1. P. 53–58.

  76. Arkhipova O.V., Chuvochina M.S., Trutko S.M. // Microbiology. 2009. V. 78. № 3. P. 296–303.

  77. Arkhipova O.V., Meer M., Mikoulinskaia G.V., Zakharova M.V., Galushko A.S., Akimenko V.K., Kondrashov F.A. // PLoS One. 2015. V. 10. № 5. e0125888. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0125888

  78. Myers C.R., Myers J.M. // J. Bacteriol. 1997. V. 179. № 4. P. 1143–1152.

  79. Marritt S.J., McMillan D.G.G., Shi L., Fredrickson J.K., Zachara J.M., Richardson D.J., Jeuken L.J.C., Butt J.N. // Biochem. Soc. Trans. 2012. V. 40. № 6. P. 1217–1221

  80. Marritt S.J., Lowe T.G., Bye J., McMillan D.G.G., Shi L., Fredrickson J. et al. // Biochem. J. 2012. V. 444. № 3. P. 465–474.

  81. Schwalb C., Chapman S.K., Reid G.A. // Biochemistry. 2003. V. 42. № 31. P. 9491–9497.

  82. Alves M.N., Neto S.E., Alves A.S., Fonseca B.M., Carrêlo A., Pacheco I. et al. // Front. Microbiol. 2015. V. 6. Article 665.https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00665

  83. Тихонова Т.В., Попов В.О. // Успехи биологической химии. 2014. Т. 54. С. 349–384

  84. McMillan D.G.G., Marritt S.J., Butt J.N., Jeuken L.J.C. // J. Biol.Chem. 2012. V. 287. № 17. P. 14215–1425.

  85. McMillan D.G.G., Marritt S.J., Firer-Sherwood M.A., Shi L., Richardson D.J., Evans S.D. et al. // J. Am. Chem. Soc. 2013. V. 135. № 28. P. 10550–10556.

  86. Myers J.M., Myers C.R. // J. Bacteriol. 2000. V. 182. № 1. P. 67–75.

  87. Schwalb C., Chapman S.K., Reid G.A. // Biochem. Soc. Trans. 2002. V. 30. № 4. P. 658–662.

  88. Zhu T.-T., Cheng Z.-H., Yu S.-S., Li W.-W., Liu D.-F., Yu H.-Q. // Environ. Microbiol. 2022. V. 24. № 4. P. 1838–1848.

  89. Proctor L.M., Gunsalus R.P. // Environ. Microbiol. 2000. V. 2. № 4. P. 399–406.

  90. Cusanovich M.A., Meyer T.E., Bartsch R.G. // Chemistry and Biochemistry of Flavoenzymes (Muller, F., ed.). Boca Raton FL: CRC Press. 1992. V. II. P. 377–393.

  91. Cunane L.M., Chen Z.W., Durley R.C., Barton J.D., Mathews F.S. // Biochem. Soc. Trans. 1999. V. 27. № 2. P. 179–184.

  92. Gregersen L.H., Bryant D.A., Frigaard N.-U. // Front. Microbiol. 2011. V. 2. P. 116.

  93. Sousa F.M., Pereira J.G., Marreiros B.C., Pereira M.M. // BBA Bioenerg. 2018. V. 1859. № 9. P. 742–753.

  94. Paquete C.M., Louro R.O. // Dalton Trans. 2010. V. 39. № 18. P. 4259–4266.

  95. Fukumori Y., Yamanaka T. // J. Biochem. 1979. V. 85. № 6. P. 1405–1414.

  96. Sakurai H., Ogawa T., Shiga M., Inoue K. // Photosynth. Res. 2010. V. 104. № 2–3. P. 163–176.

  97. Xin Y., Gao R., Cui F., Lü C., Liu H., Liu H., Xia Y., Xuna L. // Appl. Environ. Microbiol. 2020. V. 86. № 22. e01835-20.

  98. Lü C., Xia Y., Liu D., Zhao R., Gao R., Liu H., Xuna L. // Appl. Environ. Microbiol. 2017. V. 83. № 22. e01610-17. https://doi.org/10.1128/AEM.01610-17

  99. Tikhonova T.V., Lilina A.V., Osipov E.M., Shipkov N.S., Dergousova N.I., Kulikova O.G., Popov V.O. // Biochemistry (Mosc). 2021. V. 86. № 3. P. 361–369.

  100. Nguyen P.M., Do P.T., Pham Y.B., Doan T.O., Nguyen X.C., Lee W.K. et al. // Sci. Total Environ. 2022. V. 852. 158203. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2022.158203

  101. Chen Z-W., Koh M., Van Driessche G., Van Beeumen J.J., Bartsch R.G., Meyer T.E. et al. // Science. 1994. V. 266. P. 430–432.

  102. Koerber S.C., McIntire W., Bohmont C., Singer T.P. // Biochemistry. 1985. V. 24. № 19. P. 5276–5280.

  103. Gordon E.H.J., Pealing S.L., Chapman S.K., Ward F.B., Reid G.A. // Microbiology. 1998. V. 144. № 4. P. 937–945.

  104. Dobbin P.S., Butt J.N., Powell A.K., Reid G.A., Richardson D.J. // Biochem. J. 1999. V. 342. № 2. P. 439–448.

  105. Maier T.M., Myers J.M., Myers C.R. // J. Basic Microbiol. 2003. V. 43. № 4. P. 312–327.

  106. Архипова О.В., Трошина О.Ю., Микулинская Г.В. // Вестн. ТвГУ. Сер.: Биология и экология. 2017. № 2. С. 306–323.

  107. Kees E.D., Pendleton A.R., Paquete C.M., Arriola M.B., Kane A.L., Kotloski N.J. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2019. V. 85. № 16. https://doi.org/10.1128/AEM.00852-19

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Прикладная биохимия и микробиология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал